Soutenance mémoire
REGULATION DE LA GLYCEMIE
La glycémie est le taux de glucose dans le sang. Ainsi, les cellules de l’organisme ont besoin de glucose apporté par le sang pour vivre et remplir leur fonction. Dans les conditions physiologiques, le glucose est le seul substrat énergétique utilisé par les érythrocytes et les cellules du système nerveux. Il représente une source énergétique très importante pour les cellules musculaires au travail. Le glucose est également nécessaire à l’entreposage des acides gras libres (AGL) dans les adipocytes. Il est donc une source vitale d’énergie pour les organes et tissus. C’est pour cette raison que sa concentration plasmatique est contrôlée pour la prise en charge des cas pathologiques [3]. La glycémie est contrôlée par un système de régulation. Celui-ci met en jeu un système hormonal et des organes notamment le foie, le pancréas et le rein. C’est le processus de maintien de l’homéostasie au sein de l’organisme [33]. La régulation de la glycémie vise à assurer un apport énergétique constant à tous les organes. En effet, il y a des variations de la glycémie notamment un état d’hypoglycémie ou d’hyperglycémie. L’hypoglycémie est définie par une glycémie à jeun inférieure à 0,60 g/L, alors que l’hyperglycémie correspond une glycémie à jeun supérieure ou égale à 1,26 g/L [16 ; 38]. En effet, l’apport alimentaire de glucose est discontinu, sa concentration dans le sang varie peu autour d’une valeur consigne de 1,00 g/L [3]. Dans des conditions physiologiques, l’hyperglycémie provoque une libération d’insuline par la cellule bêta pancréatique, entraînant une mise à disposition du glucose pour les cellules et une suppression de la néoglucogenèse hépatique, ce qui maintient l’homéostasie de la glycémie systémique. Au niveau périphérique, les muscles squelettiques stockent le glucose sous forme de glycogène ou induisent la glycolyse par le cycle de Krebs pour former de l’énergie [3]. Au niveau hépatique, le glucose est stocké sous forme de glycogène. En cas de surcharge, il est transformé en acide gras dans le tissu adipeux. L’hypoglycémie induit la sécrétion de glucagon par les cellules alpha pancréatiques et d’hormones contre régulatrices (adrénaline, cortisol, hormones de croissance). Ces trois hormones augmentent la concentration sanguine en glucose en stimulant la glycogénolyse hépatique et la néoglucogenèse, c’est-à-dire la formation de glucose à partir d’une source non carbohydrate et conduisent à une lipolyse libérant les acides gras. Dans le même temps, l’effet de l’insuline sur le muscle squelettique est inhibé [3]. Une compréhension des mécanismes de cette variation de la glycémie est nécessaire pour une meilleure caractérisation des modèles d’étude et du profil des substances actives.
Effet du glucose sur les cellules ß pancréatiques
L’insuline joue un rôle central dans la régulation de la glycémie. C’est la seule hormone hypoglycémiante de l’organisme [13]. Dans les conditions physiologiques, il est sécrété par les cellules ß des ilôts de Langerhans du pancréas endocrine. Ainsi, la cellule ß fonctionne comme un « détecteur métabolique ». Elle est à même d’adapter le débit de la sécrétion d’insuline aux variations de la glycémie. En cas de défaut de sécrétion, il apparaît une hyperglycémie caractéristique du diabète sucré. En effet, la stimulation de la cellule ß entraine une cascade d’événements conduisant à l’augmentation de la concentration de calcium intracellulaire et donc à la libération d’insuline [13].
Le métabolisme du glucose dans la cellule ß commence depuis sa détection comme insulino-sécrétagogue. En effet, le glucose traverse la membrane plasmique grâce au transporteur le GLUT4. À l’intérieur de la cellule ß, le glucose est phosphorylé en glucose -6- phosphate (G6P). Ainsi, lorsque la concentration de glucose s’élève, l’oxydation mitochondriale augmente le rendement de la production d’ATP couplé au métabolisme du glucose. De ce fait, l’élévation du rapport ATP/ADP induit la fermeture des canaux potassiques membranaires sensibles à l’ATP. Ainsi, la diminution de la perméabilité aux ions potassiques (K+) entraîne une dépolarisation de la cellule ß. La dépolarisation membranaire au-delà d’un potentiel seuil provoque l’ouverture des canaux calciques dépendant du voltage de type L. Ce qui favorise une entrée du calcium dans la cellule ß déclenchant la sécrétion d’insuline. (Figure1)
Effet du glucose sur les cellules α pancréatiques
Le glucagon est sécrété par la cellule α des ilôts de Langerhans. Il est de même important dans la régulation de la glycémie. Cette hormone est le principal contrepoids à l’effet de l’insuline. Il est sécrété en situation d’hypoglycémie pour stimuler la production hépatique du glucose. Il a été montré que les cellules α fonctionnaient comme des détecteurs métaboliques à l’image des cellules ß suite à une augmentation de la sécrétion du glucagon en réponse à une hypoglycémie. En effet, la diminution du taux de glucose stimulerait la libération de glucagon par les cellules α isolées de leur environnement insulaire ou non [13]. Dans la cellule α, le processus de détection du glucose est comparable à celui décrit dans la cellule ß. En effet, la cellule α développe le GLUT1 qui est un transporteur de glucose ainsi que la glucokinase [23 ; 34]. Il est observé chez la cellule α de rat non seulement une augmentation basale du rapport ATP/ADP, ainsi qu’une stimulation des processus d’oxydation mitochondriale deux fois plus basse que dans la cellule ß. De même, les canaux K+ ATP des cellules α de souris sont plus sensibles à l’inhibition ATP que ceux des cellules ß [24].
La régulation métabolique des canaux K+ ATP est supportée par l’épreuve d’une forte activation de ces canaux lors de l’inhibition de la production d’ATP induite par l’utilisation du cytochrome C [26]. Ainsi, la fermeture des canaux K+ATP induite par le glucose est ainsi faible, ne pouvant pas dépolariser la membrane au niveau requis pour activer les canaux calciques dépendant du voltage de type N ‘(VOC-type N). Ces derniers permettent l’influx de calcium indispensable au déclenchement de l’exocytose des granules du glucagon [24]. A cela s’ajoute l’activation de canaux sodiques dépendant du voltage, qui assurent une meilleure dépolarisation membranaire et par conséquent l’activation de l’influx calcique initiateur de la libération du glucagon (Figure 2).
Mécanismes d’échange entre les cellules ß et α pancréatiques
Chez les cellules α, il est observé une sensibilité aux produits libérés des cellules ß. C’est en ce sens que certains chercheurs ont montré dans la littérature, l’effet de l’insuline ou l’hypothèse «switch off ». En fait, l’effet de l’insuline sur la régulation du glucagon est un sujet à controverses. L’insuline a été longtemps considérée comme le meilleur candidat parmi les produits sécrétés par les cellules ß, en réponse au glucose pour assurer l’effet endocrine/paracrine inhibiteur sur l’activité des cellules α. Chez l’homme, dans le cas du diabète type 1, lorsqu’il y a une forte altération des cellules ß, le glucose peut activer la sécrétion du glucagon. Ainsi, au cours du diabète de type 2 (DT2) , il est observé une perturbation de l’effet inhibiteur physiologique de l’insuline sur l’activité des cellules α des îlots de Langerhans sécrétrices du glucagon. Ce qui se traduit par une hyperglucagonémie qui aggrave le statut du diabétique [24 ; 26].
Implications pharmacologiques
L’éclairage sur la communication entre les cellules ß et α permet la compréhension des modifications hormonales en thérapeutique.
Sulfamides hypoglycémiants (SH) et glinides
Les SH et les glinides sont très utilisés en thérapeutique dans le cas du DT2. Ils agissent en bloquant les canaux K+ ATP, associés à des stimulations de l’activité électrique et de la libération de l’insuline par les cellules ß. Chez l’homme, les effets des SH sont aussi variables et sont fonction de l’état du patient selon qu’il présente une sécrétion d’insuline persistante ou non. Le traitement per os des SH diminuerait les taux plasmatiques de glucagon chez des sujets sains et diabétiques de type 2 non insulino-requérants les exposant à un état d’hypoglycémie [44].
Le glucagon-like peptide-1 (GLP-1)
Le GLP-1 est un amplificateur de sécrétion insulinaire qui est au préalable activé par le glucose. Il s’agit d’une hormone glucagonostatique dépendant du glucose. Dans le cas du DT2, les sujets présentent une hyperglucagonémie à jeûne avec une absence de sécrétion de glucagon suite à un repas [29]. Cette hyperglucagonémie serait impliquée dans le maintien de l’élévation de la production hépatique de glucose et par conséquent participerait à l’hyperglycémie chronique de ces sujets diabétiques [31]. Ainsi, la réduction de la production de glucagon par l’usage thérapeutique des analogues du GLP-1 est de ce fait intéressante du point de vue clinique pour lutter contre l’hyperglycémie chronique [15 ; 28].
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIÈRE PARTIE : REVUE DE LA LITTERATURE
I. REGULATION DE LA GLYCEMIE
I.1. Effet du glucose sur les cellules ß pancréatiques
I.2. Effet du glucose sur les cellules α pancréatiques
I.3. Mécanismes d’échange entre les cellules ß et α pancréatiques
I.4. Implications pharmacologiques
I.4.1. Sulfamides hypoglycémiants (SH) et glinides
I.4.2. Le glucagon-like peptide-1 (GLP-1)
II. MODELES D’ETUDE DU DIABETE DE TYPE 2 (DT2)
II.1. Les modèles animaux de Diabète de Type 2 (DT2) induit par des substances chimiques
II.1.1. Diabète de type 2 induit par la streptozotocine
II.1.2. Diabète de type 2 induit par l’alloxane
II.2. Modèles animaux spontanés
II.3. Modèles transgéniques
II.3.1. Modèles de souris transgéniques
III. GÉNÉRALITÉS SUR SCLEROCARYA BIRREA
III.1. Eléments de botanique
III.1.1. Présentation dendrologique et morphologique de S. birrea
III.1.2. Monographie de S. birrea
III.1.3. Origine et répartition géographique
III.2. Eléments de phytochimie
III.2.1. Composition chimique
III.2.2. Usage de S. birrea
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE
I. OBJECTIFS DE L’ETUDE
I.1. Objectif général
I.2. Objectifs spécifiques
II. CADRE D’ÉTUDE
III. MATÉRIELS
III.1. Matériel végétal
III.1.1. Cueillette du matériel végétal
III.1.2. Identification du matériel végétal
III.1.3. Séchage et pulvérisation de la drogue
III.2. Matériel animal
III.3. Matériels et réactifs
III.3.1. Matériels et réactifs d’extraction
III.3.1.1. Matériels d’extraction
III.3.1.2. Solvant d’extraction de la drogue
III.3.1.3. Matériels et réactifs de caractérisation
III.3.1.3.1. Matériels
III.3.1.3.2. Réactifs et solvants de caractérisation
IV. METHODES
IV.1. Extraction
IV.1.1. Préparation de l’extrait aqueux total (EAT)
IV.1.2. Préparation de l’extrait aqueux résiduel (EAR)
IV.2. Screening phytochimique
IV.2.1. Caractérisation générale sur tube de composés polyphénoliques
IV.2.1.1. Recherche de tanins
IV.2.1.2. Recherche de flavonoïdes
IV.2.2. Caractérisation par Chromatographie sur couche mince (CCM)
IV.3. Essais pharmacologiques
IV.3.1. Principe
IV.3.2. Protocole expérimental
IV.3.2.1. Essais chez des rats normoglycémiques
IV.3.2.2. Essais chez les rats diabétiques de type 2
IV.3.2.3. Dosage du glucose sanguin
IV.3.2.3.1. Appareillage
IV.3.2.3.2. Principe
IV.3.2.3.3. Procédure
V. RESULTATS
V.1. Essais phytochimiques
V.1.1. Caractérisation générale sur tubes
V.1.1.1. Composés polyphénoliques
V.1.1.2. Recherche de tanins
V.1.1.3. Recherche de flavonoïdes
V.1.2. Caractérisation par chromatographie sur couche mince de constituants phytochimiques de l’EAT et de l’EAR des feuilles de S. birrea
V.2. Essais pharmacologiques
V.2.1. Rats normoglycémiques
V.2.1.1. Contrôle physiologique
V.2.1.2. Administration de l’extrait aqueux total à la dose de 300 mg/kg, per os
V.2.1.3. Administration de l’EAR (300 mg/kg, per os)
V.2.2. Essais chez des rats diabètiques de type 2
V.2.2.1. Contrôle physiologique
V.2.2.2. Administration de l’EAT (300 mg/kg per os)
V.2.2.3. Administration de l’EAR (300 mg/kg per os)
V.2.2.4. Administration de glibenclamide (0,2 mg/kg per os)
VI. DISCUSSION
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
