Effet de l’extrait MH26 sur la diarrhée sécrétoire

La diarrhée est une des maladies préoccupantes pour la santé publique, surtout dans les pays en voie de développement (BALAJI G. et coll., 2012), avec une mortalité de plus de 4 millions par an (MOHAMMED M.S. et coll., 2014). Ces décès sont dus à l’insalubrité des aliments et de l’eau (HARI J.R. et LAKSHMI., 2012). Selon l’EDSM en 2009, à Madagascar le taux de prévalence de cette maladie chez les enfants de moins de cinq ans est de 8 % (INSTAT et ICF Macro., 2010). La diarrhée est due au déséquilibre entre l’absorption et la sécrétion intestinale d’eau et d’électrolytes, cela peut être due à la baisse de la réabsorption d’eau, ou à la hausse de la sécrétion d’eau et d’électrolytes (CEZARD J. P. et coll., 2002 ; OMS., 2006). Elle peut être classée en trois types : la diarrhée motrice, la diarrhée osmotique et la diarrhée sécrétoire. La diarrhée motrice est provoquée par une augmentation du péristaltisme intestinal, elle est d’origine nerveuse ; elle peut être causée par le stress ou l’anxiété qui stimule le système parasympathique, libérant de l’acétylcholine (GUE M. et coll., 1997). Tandis que la diarrhée osmotique est le résultat d’une augmentation de la sécrétion d’eau vers la lumière intestinale suite à la présence de substances osmotiquement actives, non absorbables dans la lumière intestinale. Ces produits ne traversent pas la paroi intestinale et attirent l’eau ou se lient avec l’eau dans la lumière intestinale entrainant un stockage de quantité importante d’eau à l’intérieur de l’intestin. Le sulfate de Magnésium (MgSO4) ou les glucides non résorbés font partie de ces molécules osmotiquement actives (SCHMELZER M., 2011). Par exemple, en cas de carence en lactase, le lactose n’est pas hydrolysé en glucose et galactose qui sont absorbés par la muqueuse intestinale. Dans ce cas, une quantité importante de lactose stagne dans la lumière intestinale et y attirent l’eau, ce qui entraîne la diarrhée lors de l’indigestion de lait (MARTEAU A. et MARTEAU P. H., 2005).

Enfin, la diarrhée sécrétoire est due à la l’irritation de la muqueuse intestinale, provoquant un dysfonctionnement du transport d’ions à travers la membrane des cellules épithéliales intestinales, et augmente le volume du fluide intestinal. Comme dans le cas d’une infection par les bactéries comme Echerichia coli, Salmonella, Shigella sp., Campylobacter, Vibrio cholerae, Clostridium difficile, Staphylocoques, Klebsiella, Aeromonas spp. (LAKSHMINARAYANA M., 2011); les parasites comme Giardia lamblia, Giardia intestinal, Entamoeba histolytica, Cryptosporidium sp., Cyclospora sp., Dientamoeba fragilis (SAURABH A. et coll., 2008), les virus comme les rotavirus, les nosovirus (SCHMELZER M., 2011) et les champignons comme Candida albicans (MOHAMMED M. et coll., 2014). Une fois arrivés au niveau de l’intestin, ces agents pathogènes provoquent directement une lésion au niveau de la paroi, ou ils secrètent des toxines qui altèrent la structure de la paroi intestinale. La destruction de la paroi intestinale entrave sa propriété semiperméable et perturbe les échanges osmotiques au niveau de la lumière intestinale. L’eau et les électrolytes ne sont plus réabsorbés, à l’origine de l’excrétion de selles molles ou liquides (SCHMELZER M., 2011). A part les agents pathogènes, la diarrhée sécrétoire peut aussi être causée par les produits irritants comme l’huile de ricin qui provoque des réactions inflammatoires diminuant l’absorption de l’eau et des électrolytes et accélérant la motilité intestinale (AMNON H.V. et coll., 1974). Elle peut être également due à l’enzyme enképhalinase intestinale qui dégrade les enképhalines endogènes. Or ces dernières sont responsables de la réabsorption d’eau et d’électrolytes au niveau de la paroi intestinale, et leur absence entraine l’accumulation d’eau et d’électrolytes dans la lumière intestinale (BOUHNIK Y., 2008 ; BELAICHE J., 2000).

PARTIE CHIMIQUE

Préparation de l’extrait

La plante utilisée dans cette étude a été récoltée au mois de Novembre 2016 dans la région d’Analamanga. Les tiges feuillées avec les inflorescences ont été séchées à l’ombre à la température ambiante, pendant 15 jours. Une fois séchées, elles ont été broyées à l’aide d’un broyeur à marteau (BROOK Crompton ©) au Laboratoire de Pharmacologie Générale, de Pharmacocinétique et de Cosmétologie (LPGPC), à la Faculté des Sciences, Université d’Antananarivo.

Criblage phytochimique
Afin d’identifier les différentes familles chimiques présentes dans l’extrait, un criblage phytochimique a été effectué. Ce test est basé sur des réactions de coloration ou de précipitation, en utilisant des réactifs spécifiques pour chaque famille chimique (FONG H.H.S. et coll., 1977) . Afin de quantifier la proportion des différentes familles présentes dans l’extrait, les signes suivants ont été utilisés :

+++ : Présence en forte teneur
++ : Présence en teneur moyenne
+ : Présence en faible teneur

PARTIE PHARMACOLOGIQUE

Des tests in vivo et in vitro ont été effectués chez le cobaye pour étudier l’activité de l’extrait MH26. Son effet sur la diarrhée sécrétoire a été étudié in vivo par la méthode d’ « enteropooling » provoqué par l’huile de ricin, tandis que son effet sur la motilité intestinale et son mécanisme d’action ont été étudiés in vitro avec l’iléon isolé de cobaye contracté avec l’acétylcholine en absence et en présence de l’extrait.

Animaux d’expérimentation 

Des cobayes mâles et femelles, âgés de 3 à 4 mois, pesant entre 200 et 300 g ont été utilisés. Ils ont été élevés à l’animalerie du Laboratoire de Pharmacologie Générale, Pharmacocinétique et de Cosmétologie (LPGPC) de la Faculté des Sciences, Université d’Antananarivo, avec un cycle de lumière et d’obscurité de 12/12 heures et à la température de 25°C. Ils ont été nourris avec des feuilles de graminées et ont eu un accès libre à de l’eau. Ces animaux ont été mis à jeun pendant 18 heures avant les tests, mais ils ont eu accès libre à de l’eau. Lors des tests in vivo, ils ont été répartis en trois lots : un lot témoin et deux lots traités avec MH26.

Etude de l’effet de l’extrait MH26 sur la diarrhée sécrétoire 

L’effet de l’extrait contre la diarrhée sécrétoire a été étudié par sa capacité d’inhiber l’accumulation du fluide intestinal ou « enteropooling » provoquée par l’huile de ricin (DOHERTY N. S, 1981). Les animaux du lot témoin ont reçu 10 ml/kg d’eau distillée (BAKARE et coll., 2011) tandis que ceux des 2 autres lots ont reçu l’extrait MH26 aux doses respectives de 300 et 600 mg/kg. L’extrait a été dissout dans de l’eau distillée avant d’être administré par voie orale dans un volume de 10 ml/kg (MITHUM S. et coll., 2011). Quarante-cinq minutes après, 1 ml d’huile de ricin pure a été administré par voie orale chez tous les animaux des différents lots (AKUODOR G. C. et coll., 2011). Trente minutes après l’administration de l’huile de ricin, les animaux ont été sacrifiés et une laparotomie a été pratiquée. Deux ligatures ont été effectuées au niveau de l’intestin de ces animaux, la première au niveau du pylore et la deuxième, au niveau de la jonction iléo-caecale. L’intestin entre ces deux nœuds a été prélevé, et son contenu a ensuite été versé dans un récipient gradué afin de mesurer son volume (MAMINILAINORO L., 1996).

Etude de l’effet de MH26 sur la contraction provoquée par l’acétylcholine
L’acétylcholine a été injectée dans le bain de façon cumulative à l’aide d’une micropipette pour obtenir des concentrations croissantes à partir de 10⁻⁹ M dans le bain jusqu’à l’obtention de la contraction maximale. Au plateau de contraction, l’extrait MH26 a été injecté dans le bain d’une manière cumulative, à partir de 0,125 mg/ml jusqu’au relâchement total de l’organe. Après cette manipulation, l’organe a été rincé 2 fois et laissé de nouveau se stabiliser.

Etude du mécanisme d’action de MH26 vis-à-vis de l’acétylcholine
Pour étudier le mécanisme d’action de MH26, son effet vis-à-vis de l’acétylcholine a été étudié. Après la période de stabilisation et de sensibilisation, l’organe a été incubé dans le bain contenant l’extrait aux concentrations respectives de 0,125, 0,25 et 0,5 mg/ml dans le bain pendant 15 minutes. Ensuite, l’acétylcholine a été injectée dans le bain de façon cumulative afin d’obtenir des concentrations croissantes à partir de 10⁻⁹ M jusqu’à l’obtention de la contraction maximale de l’organe. Au plateau de la contraction, l’organe a été rincé, puis laissé se stabiliser de nouveau pendant 45 minutes en rinçant toutes les 15 minutes.

Un capteur isométrique Statham Gould couplé à un ordinateur avec comme interface le logiciel Signal Monitor enregistre les signaux correspondant à la contraction et au relâchement de l’organe. Ensuite l’amplitude des contractions a été mesurée et rapportée sur une échelle semi logarithmique, en fonction de la concentration de l’acétylcholine ou de l’extrait dans le bain. Puis, les CE50 de l’acétylcholine et de l’extrait ont été déterminées graphiquement.

Table des matières

I – INTRODUCTION
II – MATÉRIELS ET METHODES
A.PARTIE CHIMIQUE
1. Préparation de l’extrait
2.Criblage phytochimique
B.PARTIE PHARMACOLOGIQUE
1.Animaux d’expérimentation
2.Etude de l’effet de l’extrait MH26 sur la diarrhée sécrétoire
3.Etude de l’effet de l’extrait MH26 sur la motilité intestinale
C.EXPRESSION ET ANALYSES DES RÉSULTATS
III – RÉSULTATS
A.PARTIE CHIMIQUE
B.PARTIE PHARMACOLOGIQUE
1.Effet de l’extrait MH26 sur la diarrhée sécrétoire
2.Activité de l’extrait MH26 sur la motilité intestinale
IV – DISCUSSION
V – CONCLUSION
V – BIBLIOGRAPHIE

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