Diversité des macroinvertébrés benthiques de Guinée : cas des rivières de Ziama et du bassin du Milo

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Fonctionnement des cours d’eau d’ordre inférieur : importance de la décomposition des litières

La décomposition des litières est un processus fondamental dans le fonctionnement de l’écosystème de cours d’eau forestiers du fait que la matière organique allochtone (litière végétal en général) provenant principalement de la végétation riveraine représente la principale source énergétique pour ces rivières. La décomposition de la matière végétale est un processus complexe qui implique des bactéries, des champignons et des invertébrés ainsi que des processus physiques. Les taux de dégradation des feuilles dans les cours d’eau sont influencés par des facteurs externes comme la température (LiskI et al. 2003), l’abrasion physique (Heard et al. 1999), la vitesse du courant, le pH (Griffith & Perry, 1993), la disponibilité en nutriments (Suberkropp & Chauvet, 1995) et la présence de consommateurs (Graça, 2011). Les caractéristiques intrinsèques des litières peuvent aussi être utilisées pour prédire les taux de décomposition. Il s’agit notamment de la teneur en éléments nutritifs des feuilles, la dureté et la présence de composés défensifs (Canhoto & Graça, 1999 ; Goncalves et al. 2007), ces dernières étant largement dépendantes des conditions environnementales locales (Rier et al. 2002).
Une fois dans le cours d’eau, les litières sont décomposées par différents organismes incluant les bactéries, les hyphomycètes aquatiques et les macroinvertébrés décomposeurs et permettent ainsi l’installation d’un réseau trophique diversifié (Cummins, 1974 ; Wallace et al. 1997).
Au cours de cette thèse, je n’ai pas considéré la contribution des bactéries au processus, bien que participant de manière substantielle à la décomposition des litières (Hieber & Gessner, 2002) et pouvant affecter l’activité des hyphomycètes aquatiques par le biais d’interaction antagonistes (Gulis & Suberkropp, 2003), la biomasse et l’implication des bactéries dans la décomposition des litières restent mineures comparées à celles des champignons (Gulis & Suberkropp, 2003) et seraient associées à des stades avancés de la décomposition (Baldy et al. 2002 ; Baldy et al. 1995).
Plusieurs processus simultanés conduisent à la décomposition de la litière (Gessner et al. 1999). En premier lieu, elles sont soumises au cours des premières 24 heures d’immersion à un lessivage intense qui entraîne une perte de composés hydrosolubles (p. ex. sucres, acides aminés et composés phénoliques) (Chauvet, 1987) suivi par une colonisation par les microorganismes et notamment les hyphomycètes aquatiques (constituent 63 à > 99 % de la biomasse microbienne totale), les bactéries étant moins impliquées dans le processus (Baldy et al. 1995 ; Hieber & Gessner, 2002 ; Gulis & Suberkropp, 2003). La fragmentation des litières constituerait la dernière phase de la décomposition. Opérée à la fois par les facteurs abiotiques et par la digestion par les macroinvertébrés déchiqueteurs (mais aussi par la macération enzymatique par les microorganismes), elle résulterait en la transformation des litières en particules fines (MOPF) et en matière dissoute (DOM) (Cuffney et Wallace, 1990 ; Wallace & Webster, 1996 ; Gessner et al. 1999 ; Graça, 2011) et en CO2. Cette consommation de feuilles par les déchiqueteurs peut représenter plus de 50 % de la perte de masse foliaire (Hieber & Gessner, 2002). Cette fragmentation peut être amplifiée par des phénomènes physiques (abrasion) notamment en milieu tropical où le lessivage semble être accéléré (Covich, 1988). Toutefois, les taux de décomposition d’une espèce de feuille donnée varient entre les cours d’eau (Suberkropp & Chauvet, 1995). Ces processus ont été intensément étudiés en zone tempérée et le manque d’informations suffisantes sur les rivières tropicales conduit à des conclusions souvent contradictoires.
Dans une étude de comparaison globale, Irons et al. (1994) travaillant sur des cours d’eau le long d’un gradient de latitudes : tropical (Costa Rica), tempéré (Michigan) et subarctique (Alaska), suggèrent que, l’activité des macroinvertébrés dans le processus de décomposition des litières serait plus importante avec l’augmentation de la latitude. A l’opposé, l’activité microbienne est plus accélérée à de basses latitudes, favorisée par les températures élevées.
Dans un cours d’eau de basse altitude hawaïen Larned (2000) a étudié la décomposition de deux espèces introduites de litières, Hibiscus tiliaceus et Psidium guajava, et constate une décomposition rapide de ces espèces et une faible abondance des déchiqueteurs. Il conclue que les microorganismes (champignons et bactéries) étaient les principaux agents impliqués dans le processus dans le cours d’eau étudié.
Mathuriau & Chauvet (2002), investiguant la décomposition de deux espèces de litières, Croton gossypifolius et Clidemia sp, dans un cours d’eau en Colombie (Andes au sud-ouest) en utilisant les sacs à litière, montrent que les deux espèces se décomposent rapidement dans ce cours d’eau. Croton gossypifolius perdait ainsi 95% de sa masse initiale au bout de 4 semaines comparé à Clidemia sp. Toutefois, ils notèrent la faible diversité et abondance des macroinvertébrés déchiqueteurs. Ils attribuaient la rapide décomposition de leurs litières étudiées à la température modérément élevée prévalant dans leurs cours d’eau, favorisant l’activité biologique notamment celle des microorganismes
Goncalves et al. (2007) ont étudié la décomposition de Protium bresiliense dans un cours d’eau tropical au Brésil (Cerrado) et trouvent que les taux de décomposition de P. bresilense étaient plus faibles que ceux reportés pour d’autres espèces de feuilles en cours d’eau tempéré (Ostrofsky, 1997) et tropical d’Afrique et d’Amérique (exemple Mathuriau & Chauvet, 2002). Ces taux étaient attribués à deux facteurs indépendants, les facteurs environnementaux et les caractéristiques intrinsèques de P. bresilense notamment les concentrations en éléments nutritifs (N et P) et en composés réfractaires (lignine) et la dureté. Les macroinvertébrés déchiqueteurs étaient rares probablement à cause de la ressource de faible qualité. Les taux de décomposition observés étaient donc dus à l’activité des microorganismes en particulier des hyphomycètes aquatiques et à des phénomènes physiques.
Le cas des cours d’eau d’Afrique tropicale
Les études de décomposition des litières dans les rivières en Afrique au sud du Sahara sont très rares. Les seules données disponibles sont du Kenya, sur la rivière Njoro (0° 22’ S, 36°56’ E, 2700 m. altitude).
Mathooko et al. (2000) ont étudié la décomposition des feuilles d’une espèce de plante commune, Syzygium cordatum, et trouvent des taux de décomposition très faibles. Mais ils ont été apparemment contredits par une seconde étude sur la même rivière, conduit sur les feuilles d’une autre espèce de plante riveraine Dombeya goetzenii, lesquelles montraient des taux de décomposition élevés pour les feuilles en permanence submergées dans le lit (Mathooko et al. 2000).
Une étude sur la décomposition des litières dans la rivière Njoro (Kenya) en utilisant les sacs à litière a été conduite par Dobson et al. (2003) sur les feuilles de plantes communes de la végétation riveraine, Dombeya goetzeni, Syzygium Cordatum, Pittosporum viridiflorum, Rhus natalensis et Vanguera madagascariensis. Ils constatent que les quatre espèces se décomposent rapidement dans le Njoro, démontrant une forte activité microbienne. Les invertébrés déchiqueteurs étaient moins abondants et leur biomasse était faible. Cependant, ils concluent que la faible biomasse des invertébrés dans leur étude ne s’expliquait pas par la mauvaise qualité des litières utilisées.
Mwanake (2010), étudiant la décomposition des feuilles de Syzygium cordatum, Rhus natalensis, Dombeya goetzenii et Vanguera madagascariensis dans le Njoro, mentionne des taux élevés de décomposition de ces espèces selon les limites proposées par Petersen et Cummins (1974). Il admet qu’en dépit de l’apparente absence de déchiqueteurs dans la rivière Njoro (Mathooko et al. 2000 ; Dobson et al. 2002 ; Dobson et al. 2003), la décomposition est assurée par les microorganismes. Toutefois, il insiste sur le fait que la rareté des déchiqueteurs dans le Njoro ne peut être expliquée par la qualité de la ressource (litière).
Il ressort de cette synthèse bibliographique que les informations sur la décomposition des litières et la contribution des décomposeurs en particulier les invertébrés dans les tropiques et notamment en Afrique sont insuffisants et disparates, ne permettant pas une quelconque généralisation. Plus d’études sont encore nécessaires à la compréhension de ce processus écosystémique sous les tropiques.

Contexte, objectifs et structure de la thèse

L’objet général de ma thèse est la contribution à la connaissance des organismes aquatiques des rivières de Guinée, qui reste une région très peu explorée d’Afrique de l’ouest. Ce travail vise à 1) évaluer, dans un premier temps, la diversité des communautés de macroinvertébrés benthiques et d’hyphomycètes aquatiques de quelques rivières de Haute-Guinée et de Guinée Forestière ; 2) dans un second temps, aborder le fonctionnement de ces rivières guinéennes à travers le processus de décomposition des litières ; et 3) apprécier la contribution relative de ces organismes dans le processus.
Ce travail apporte également des informations sur l’impact potentiel du changement climatique sur les rivières d’une région du monde très peu étudiée. Les effets du changement climatique sur la biodiversité à l’échelle du globe sont maintenant sans équivoque. Parmi les écosystèmes affectés, les cours d’eau sont particulièrement vulnérables aux fluctuations du climat. Un nombre croissant d’études à long-terme témoigne ainsi du réchauffement significatif (i.e. réchauffements plus précoces, plus longs et maxima plus élevés) et de la saisonnalité exacerbée des régimes hydrauliques (i.e. crues et étiages plus fréquents) de nombreuses rivières dans le monde, tendances qui se sont accentuées au cours des trois dernières décennies. Les modifications de structure et de composition des communautés aquatiques constituent alors un signal intégrateur des réponses écologiques à ces changements climatiques.
L’étude de la diversité des communautés de macroinvertébrés benthiques et d’hyphomycètes aquatiques ainsi que de leur implication dans le fonctionnement des cours d’eau guinéens a été conduite dans deux régions très contrastées, la Guinée Forestière (au sud) et la Haute-Guinée (Nord-est). Ces deux régions sont très représentatives des écorégions dominantes en Afrique de l’ouest. En effet, la région forestière guinéenne est le domaine de la forêt dense humide avec un climat sub- équatorial guinéen alors que le nord-est du pays (Haute Guinée) est une région de transition entre les régions équatoriale et soudanienne. Ainsi, en dépit de leur situation dans les tropiques, donc bénéficiant de ce climat global tropical (alternance de deux saisons), on doit s’attendre à ce que les effets des changements climatiques se traduisent différemment dans ces régions. De même, les réponses des écosystèmes (structures des communautés et fonctions) seraient fortement variables. C’est dans ce contexte que s’inscrit cette thèse. Il s’agit d’un travail pionnier, tant les inventaires de la faune et de la microflore aquatique sont absents dans cette région du globe. A fortiori, l’implication de ces organismes dans le fonctionnement de l’écosystème aquatique est inconnue. C’est un important enjeu dans la mesure où l’impact des changements globaux sur la perte de biodiversité et les modifications de l’environnement devrait différer fortement de ceux constatés ou prédits dans les régions tempérées et d’autres régions tropicales.
Il a par exemple été suggéré dans le cas d’une fonction clé des écosystèmes d’eau courante, la décomposition de la litière, qu’une variation de la qualité de celle-ci le long d’un gradient latitudinal pouvait influencer le processus ainsi que les organismes décomposeurs impliqués, microorganismes et invertébrés (Jabiol et al. 2013).
L’objet général de ma thèse est la contribution à la connaissance de ces organismes en Guinée. Ce travail vise à 1) évaluer la diversité des communautés de macroinvertébrés benthiques et d’hyphomycètes aquatiques de quelques rivières de Haute et de Guinée Forestière ; 2) aborder le fonctionnement de ces rivières guinéennes à travers le processus de décomposition des litières ; 3) apprécier la contribution relative de ces organismes dans le processus.
Le but de cette thèse était d’apporter des éléments de réponse à deux questions générales :
• Quelle est la composition de la macrofaune benthique et des communautés fongiques de nos rivières guinéennes ? Sont-elles différentes entre les deux régions d’étude ?
• Le processus de décomposition de la litière est-il rapide ? Quels sont les principaux agents impliqués et les facteurs de contrôle ?
Les différents objectifs évoqués ainsi que les questions qui en découlent permettront de tester les hypothèses suivantes :
1) Nos rivières guinéennes hébergeraient une macrofaune et des communautés fongiques diversifiées. Du fait du contraste éco-géographique des deux régions étudiées, il existerait une différence dans la composition des groupes trophiques d’invertébrés.
2) La décomposition serait rapide dans nos cours d’eau guinéens, compte tenu des espèces végétales, et essentiellement réalisée par les communautés fongiques.
3) La faible contribution des invertébrés au processus ne s’expliquerait par la qualité des litières mais probablement par d’autres facteurs tels que les caractéristiques des milieux récepteurs (température élevée, intermittence du débit, etc.).
Ces hypothèses sont abordées dans les différents chapitres de la thèse. Le chapitre I présente le milieu d’étude, les sites et les méthodes utilisées au cours de cette thèse. Les chapitre II et III exposent les résultats d’une étude exploratoire sur la diversité taxonomique et trophique des communautés de macroinvertébrés benthiques et sur la composition des assemblages d’hyphomycètes aquatiques de quelques cours d’eau de Guinée forestière et Haute-Guinée. Les chapitres IV et V, qui représentent la majeure partie de ce travail de thèse, présentent les résultats de deux expériences de décomposition des litières conduites in situ dans les cours d’eau de la Guinée forestière et de Haute Guinée. Ces deux derniers chapitres ont fait l’objet d’articles, l’un publié dans Biotropica (« Tropical Shift in Decomposers’ Relative Contribution to Leaf Litter Breakdown in Two Guinean Streams », chapitre IV), le deuxième en préparation pour Inland Waters (« Leaf litter decomposition in Guinean savannah streams », chapitre V), et sont en annexe 1 et 2. L’annexe 3 correspond à un troisième article soumis à ISME Journal dans le cadre du projet de collaboration internationale GLOFUN, porté par Seena Sahadevan (Univ. Coimbra, Portugal ; « Biodiversity and biogeography of stream litter fungi and bacteria across the globe ») ce pourquoi il ne figure pas dans ma thèse en tant que chapitre à part entière. L’objectif de ce projet était d’explorer la diversité et la composition des microorganismes (bactéries et champignons) associés à la litière en décomposition dans une étude à échelle globale le long d’un gradient latitudinal qui englobait 19 cours d’eau dans 18 pays sur cinq continents. Enfin, l’annexe 4 regroupe les données d’inventaire de macroinvertébrés et hyphomycètes aquatiques des différentes stations d’étude.

Stations d’échantillonnage et d’expérimentation

Les travaux de thèse sur la diversité des macroinvertébrés benthiques et les hyphomycètes aquatiques ainsi que l’implication de ces organismes dans le fonctionnement des cours d’eau (à travers le processus de décomposition des litières) ont porté sur un ensemble de cours d’eau de Guinée Forestière et de Haute-Guinée.
Le réseau hydrographique de la Guinée Forestière est très dense. Les principaux cours d’eau prennent leur source au niveau de la dorsale guinéenne. A partir de cette dorsale, il y a principalement deux sens d’écoulement des cours d’eau, l’un vers le sud et l’autre vers le Nord pour alimenter les bassins versants des cours d’eau de la Haute Guinée. Les principaux sont le Diani, la Makona, le Bafing, la Lofa, le Niandan, la Cavally, la Boya et la Oulé.
La Haute-Guinée est la zone ayant le réseau hydrographique le plus dense du pays. Le Niger et ses principaux affluents, le Niandan, le Milo et le Tinkisso, y forment un vaste éventail de cours d’eau et constituent le bassin du Haut-Niger.
Notre intérêt a porté sur la Vèrè et ses affluents ainsi que la partie supérieure de la Lofa (Guinée Forestière) et les principaux affluents du Milo (Haute-Guinée). Au total, 14 cours d’eau ont été retenus (6 en Guinée Forestière et 8 en Haute-Guinée) avec une station par cours d’eau choisie. Le choix des stations est fait en fonction des critères comme le couvert végétal, la nature du substrat, les actions anthropiques, le tout conditionné par l’accessibilité. Ainsi en GF, nous avons les stations NL, sur le cours d’eau Noulava, FAM sur Facely mara, WH sur Woho, BT sur Botadjié, KOM, sur Koilomonda et VRE, sur la Vèrè. En HG : DJS sur le Djessé, DN sur Diaman, KON, sur Kounankoro, WN, sur le Wan, SBR, sur le Sibiri, LMB sur le Limbo, GBT sur Boutroun et DJD, sur Djodon.
Les cours d’eau du Ziama sont caractérisés en général par un régime plus régulier que ceux de la HG en raison de la pluviosité et la courte durée de la saison sèche, par la fréquence des rapides et des chutes alternant avec des biefs à pente très faible ainsi que par une granulométrie particulière des alluvions essentiellement constituée de sable, gravier et rarement d’argile et enfin la présence d’un couvert végétal dense. Ceux du bassin du Milo, comme la majorité des cours d’eau de la région, ont un régime saisonnier pluvial. Ils sont souvent victimes d’assèchement, conséquence d’une faible pluviosité et d’une durée de pluie plus courte et des températures plus élevées. Les assèchements peuvent selon la largeur du lit et la topographie du terrain traversé, durer plusieurs mois et affecter près de 40% du linéaire. La granulométrie est plus fine, constituée de sable, de limon et d’argile par endroit, et de la boue et quelque fois du gravier. Les stations étudiées sont situées entre 373 et 407m d’altitude (bassin du Milo) et entre 522 et 640 m d’altitude dans le Ziama.
Le couvert végétal est un facteur écologique très important qui influe sur les écoulements superficiels. La résistance à l’écoulement est d’autant plus grande que le couvert végétal est plus dense. La grande diversité des paysages résultant de la grande variété des reliefs contribue à la création des climats locaux, avec leurs écosystèmes propres. De par leur situation en forêt dense humide, nos stations du Ziama ont globalement une végétation riveraine très dense et diversifiée, essentiellement formée par des ligneux. L’exception est la station BT, située au cœur d’un bas-fond cultivable dont la couverture végétale est dominée par les herbacées. Quant à la végétation aquatique (de pleine eau), elle est presque absente.
La Haute-Guinée est le domaine de la savane arborée et herbeuse. Le relief, le climat et les pressions anthropiques (par exemple, la coupe abusive de bois et les feux de brousse) ont imprimé à la végétation un caractère très morcelé. Ainsi, au niveau des cours d’eau, le couvert végétal est constitué d’arbres caducifoliés (comme une résistance à la sècheresse) parsemés d’arbustes et surtout d’herbes. On note la bonne présence d’une végétation de pleine eau, constituée de macrophytes (Nymphéacées) et d’algues.

Mesure des paramètres physico-chimiques

Au cours de notre étude, les paramètres comme le pH, la conductivité et l’oxygène dissous ont été mesurés sur le terrain à l’aide de sondes multi WTW au début et à la fin de l’expérience. La température a été relevée pendant toute la période d’étude à l’aide d’un dispositif (Logger de T° HOBO) placé dans le courant d’eau. Ce dispositif est efficace et a la possibilité de repérer la température toutes les 30 minutes. Le dosage de nutriments : nitrates et phosphates fut réalisé par la méthode de spectrophotométrie laser au laboratoire (AL800, Aqualytic, Dortmund, Allemagne).

Inventaire des macroinvertébrés benthiques.

Nous avons utilisé les méthodes proposées par De Pauw, N. et Vanhooren (1983) et celle de Verneaux et Tuffery (1967). Les prélèvements ont été réalisés dans des endroits susceptibles d’abriter des invertébrés que nous appelons micro-habitats (feuilles mortes, macrophytes, vase, cailloux) à l’aide d’un filet de type Surber de 500µm de maille (pour les habitats lotiques) et d’un filet troubleau (habitats lentiques). Pour chaque prélèvement, la base du filet est posée de façon à encadrer l’habitat à échantillonner, l’ouverture du filet étant face au courant. Un tri préliminaire est effectué sur le terrain. Les individus triés sont mis dans des petits flacons contenant de l’éthanol à 70% (Vondel, v. B. & Dettner, 1997), le reste est conditionné dans les bocaux puis transporté au laboratoire. Au laboratoire, les invertébrés sont systématiquement triés à l’aide de pinceaux souples sous une loupe binoculaire, identifiés et assignés à des groupes fonctionnels trophiques (Cummins & Klug, 1979) sur la base de la littérature. L’identification a été faite au genre pour la plupart par utilisation des ouvrages proposés par Durand et Lévêque (1980, 1981) et Tachet et al. (2006). Pour chaque station étudiée, une liste faunistique a été dressée.

Inventaire des hyphomycètes aquatiques

Dans les études de diversité-distribution des hyphomycètes aquatiques, deux approches sont actuellement utilisées : l’une, traditionnelle et l’autre, moléculaire.
Au cours de cette thèse, l’approche traditionnelle a été utilisée pour l’identification des différentes espèces d’hyphomycètes aquatiques dans les cours d’eau étudiés. Classiquement, les études de diversité des hyphomycètes aquatiques sont basées sur (1) les prélèvements d’écume qui s’accumulent à la surface de l’eau dans les cours d’eau (2) la collecte de substrats naturels (feuilles mortes) présents dans le cours d’eau ou par exposition des feuilles de litières dans les sacs, lesquels sont périodiquement retirés et incubés pour la formation et libération des conidies (sporulation), et aussi (3) par filtration sur des membranes filtres, d’un volume constant de l’eau de rivière ; les conidies sont ainsi retenues sur les filtres, identifiées et comptées sous microscope (Iqbal and Webster 1973).
Les hyphomycètes aquatiques se développant sur les feuilles mortes dans les cours d’eau produisent un grand nombre de conidies (Bärlocher, 1982) lesquelles sont libérées dans la colonne d’eau. Elles sont souvent maintenues à la surface des bulles d’air par des phénomènes de tension superficielle et s’accumulent dans les écumes à la surface de l’eau (Iqbal & Webster, 1973; Ingold, 1975). Les écumes constituent un piège pour les hyphomycètes aquatiques qui y restent viables pendant un certain nombre de jours.
Au cours de cette thèse, nous avons procédé au prélèvement d’écumes dans certains cours d’eau. Sur le terrain, les écumes sont recueillies dans des petits flacons avec ajout d’une solution de F.A.A (Formol à 37 % , Acide acétique concentré, Alcool éthylique à 70%) (Gessner et al. 2003). Au laboratoire, les échantillons d’écume sont traités et une goutte d’écume condensée et fixée est placée entre lame et lamelle ; les spores contenues sont identifiées et comptées sous microscope. De plus, un volume de 300 ml d’eau a été prélevé dans la colonne d’eau par site, et filtré sur des membranes filtres en nitrate de cellulose (25 mm de diamètre et 5,0 µm de porosité). Sur le terrain, les filtres sont placés dans des boites de Pétri et fixés au bleu Trypan (0,1% dans l’acide lactique à 60%) et transportés au laboratoire pour identification. Ces filtres sont ainsi placés entre lame et lamelle, au laboratoire, avec ajout d’une solution d’acide lactique, et observés au microscope. Les spores sont identifiées et comptées (X200). L’identification des espèces d’hyphomycètes aquatiques basée sur la morphologie de leurs spores (Ingold, 1975 ; Webster, 1992 ; Marvanová, 1997) a été faite au niveau spécifique pour la plupart à l’aide des clés (Chauvet, 1990 ; Gulis et al. 2005). Une liste des différentes espèces d’hyphomycètes aquatiques identifiées est présentée accompagnée d’illustrations des conidies.

Décomposition des litières

La litière est une composante dominante de la matière organique particulaire grossière dans les cours d’eau. La décomposition de la litière a reçu une attention considérable (Allan , 1995; Gessner et al. 1999b ; Webster & Benfield, 1986) et est proposée pour évaluer l’intégrité fonctionnelle des rivières (Gessner & Chauvet, 2002). La détermination du taux de décomposition s’appuie sur la méthode éprouvée des sacs de litière. Un sac de litière consiste en une poche formée de grillage plastique contenant une masse connue de litières terrestres. Ce dispositif représente également un moyen efficace pour l’échantillonnage des assemblages de champignons et d’invertébrés colonisant les débris organiques grossiers submergés, en vue de les utiliser pour l’évaluation de l’état écologique des ruisseaux (Lecerf & Chauvet 2008). Le processus de décomposition étant le résultat de phénomènes physiques et de l’activité de consommateurs représentatifs d’un large spectre de taille (de la bactérie jusqu’aux macroinvertébrés ( Gessner et al. 1999), nous avons utilisé les sacs de mailles différentes les sacs à fine maille (FM) dont l’accès est limité aux organismes microbiens et les sacs à maille grossière (GM) accessibles à la plupart des organismes dont les invertébrés.

Collecte de la litière

Les feuilles fraichement détachées des branches ont été collectées sur le sol et aussi dans un filet tendu sous la canopée. Une masse importante de litière des essences a été collectée et mise dans des gros sacs en plastique. Au laboratoire, les feuilles sont triées et séchées à l’air dans une salle bien aérée pendant deux à trois semaines jusqu’à ce qu’elles ne contiennent plus d’eau.

Préparation des litières

Une masse prédéterminée de ces feuilles a été conditionnée dans des sacs à litières (Bärlocher, 2005b). A l’aide d’une balance (0,01g de précision), des lots de 5 g ont été constitués et placées dans les barquettes en plastique. Au total, 48 lots de 5 g par espèce de litières furent conditionnés. Environ une heure avant l’introduction des lots de litière dans les sacs, on a aspergé avec l’eau de robinet les litières contenues dans les barquettes pour les assouplir afin d’éviter leur fragmentation.

Installation des sacs

Les sacs de litières conditionnées (sauf les sacs supplémentaires utilisés pour calculer la masse de litière initiale) ont été placés dans le lit des cours d’eau sur des faciès à courant modéré près des berges dans trois zones d’implantation ou blocs. Donc par station, nous avons formé trois blocs. Chaque sac de litière (GM et FM) est fixé à une barre de fer à l’aide de ficelle souple de 40 cm de long. Les barres de fer sont implantées par une massette et les sacs reposés sur le fond. Nous avons ajouté des grosses pierres sur chaque sac pour les stabiliser. A chaque barre de fer sont accrochés quatre sacs de litière : deux GM et deux FM contenant les deux espèces de litière. Quatre barres de fer sur chaque bloc ont été implantées. Ces quatre barres correspondent aux quatre dates de retrait des sacs.

Retrait des sacs de litières

Quatre dates en jour ont caractérisé le retrait des sacs de litière notées T14, T28, T42 et T56. A chaque date, une barre de fer par bloc est enlevée à laquelle étaient accrochés quatre sacs de litière. Les ficelles qui reliaient les sacs à la barre sont coupées de manière discrète ; l’utilisation du filet troubleau lors du retrait des sacs a limité les risques de perte d’invertébrés associés aux litières dans les sacs. Chaque sac est transféré dans un sachet plastique zip avec ajout d’un certain volume d’eau de rivière pour empêcher un séchage au moment du transport. Les sacs sont placés dans les glacières et transportés au laboratoire pour traitement.

Traitement des échantillons

Au laboratoire, les échantillons ont été traités dans les deux heures suivant le retrait des sacs. Les sacs sont vidés individuellement. Les litières contenues dans les GM sont nettoyées sous robinet dans un tamis ; les invertébrés associés à ces litières sont triés et conservés dans les bocaux dans une solution d’alcool éthylique de concentration finale 70° pour être identifiés plus tard sous loupe. Les litières contenues dans les sacs FM sont aussi nettoyées et débarrassées de sédiment. Dans chaque sac FM, nous avons pris au hasard, des feuilles sur lesquelles des disques de feuilles au nombre de dix ont été coupés à l’aide d’un emporte-pièce de 12 mm de diamètre.
Des dix disques de feuilles, cinq ont servi à la détermination des assemblages d’hyphomycètes aquatiques (sporulation) et les cinq autres à l’estimation de la biomasse fongique (dosage d’ergostérol).

Estimation de la masse de litière restante et des taux de décomposition

Les litières restantes ont été séchées à l’étuve pendant 48 h à 105°C puis pesées à température ambiante à 0,01 g près après refroidissement dans un dessiccateur afin de déterminer la masse sèche (MS). Elles sont ensuite broyées à l’aide d’un microbroyeur (Culatti). Un sous-échantillon de 250 mg de chaque a été brulé au four à moufle pendant 3 h à 550°C à fin de déterminer la teneur en matière organique (Benfield, 1996), à partir de laquelle nous avons calculé la masse sèche sans cendre restante (AFDM : ash–free dry-mass). Cette opération a concerné aussi les contrôles. La masse de litière restant (ou la matière organique) dans les sacs après exposition dans la rivière (MS ou AFDM) est divisée par la masse sèche initiale afin de déterminer la proportion de la litière non décomposée (0 <R <1). Nous avons utilisé La classification de Petersen & Cummins (1974) pour caractériser nos espèces de feuilles sur la base de leur taux de décomposition moyen (k).

Macroinvertébrés associés aux litières

A chaque retrait des sacs, les macroinvertébrés rencontrés dans chacun des sacs GM sont triés dans un tamis et placés dans des flacons contenant de l’éthanol 70% puis identifiés sous une loupe binoculaire (20X). Les identifications et les attributions aux groupes fonctionnels trophiques (Cummins & Klug, 1979) ont été réalisées à l’aide des ouvrages suivant : Durand et Lévêque (1980, 1981), Tachet et al. (2010) et d’autres travaux issus de la littérature. Les macroinvertébrés sont ensuite pesés au milligramme près après séchage à l’étuve pendant 24 heures à 105°C afin d’obtenir une mesure de la biomasse d’invertébrés au moment de la récolte des filets. Aussi, les abondances des différents taxons de macroinvertébrés et des groupes trophiques ont été déterminées.

Hyphomycètes aquatiques

Sporulation

La sporulation est une forme de multiplication asexuée rencontrée chez les champignons aquatiques. Elle consiste à la production de cellules asexuées ou conidies qui sont libérés dans la colonne d’eau après destruction de la matrice foliaire par le développement du mycélium. Elle est utilisée au laboratoire pour décrire les communautés d’hyphomycètes colonisant les litières dans les rivières. Au cours de mes travaux, j’ai fait une expérience de sporulation sur les disques de feuille de litière provenant des sacs FM. Cinq des dix disques de feuille sont placés dans les boites de Pétri dans un volume d’eau distillée de 20 ml. Les échantillons contenus dans les boites de Pétri sont ainsi soumis sous agitation légère pendant 48 h dans une salle aérée et propre d’une température moyenne de 24 -26°C. Après les 48 h, les disques de feuilles de sporulation sont retirés de la boite de Pétri et séchés ; un volume de 10 ml (aliquote) de chaque a été filtré sur une membrane filtre Whatman en nitrate de cellulose (20 mm de diamètre et 5 µm de porosité) et fixés au bleu Trypan (0,1%, 60% d’acide lactique). Les filtres sont ensuite mis entre lames et lamelles et observés au microscope au grossissement X 200 (voir (Bärlocher, 2005b). La surface du filtre est alors divisée en champs (12). Les conidies d’hyphomycètes ont été comptées et identifiées au niveau spécifique. La structure des communautés d’hyphomycètes aquatique, leurs taux de sporulation et leur abondance relative sont déterminés. Les disques de feuilles retirés de la suspension ont été séchés à 105° pendant 48h et pesés. Ils serviront à la détermination de la perte de masse foliaire (taux de décomposition).

Biomasse fongique : dosage de l’ergostérol

Les biomasses d’hyphomycètes aquatiques se développant sur les litières ont été déterminées par dosage de l’ergostérol (Gessner et al. 2003).
Au cours de notre étude, la méthode décrite par Gessner & Schmitt (1996) a été légèrement modifiée. Les disques de feuilles fraichement coupés ont été placés dans des fioles contenant chacune 5 ml de mélange Méthanol- Hydroxyde de Potassium (MeOH-KOH) sans passer par le congélateur et le lyophilisateur. L’extraction s’est effectuée dans ce mélange pendant 30 mn à 80°C (au bain-marie) et 30 mn à 4°C (réfrigérateur). La solution est ensuite acidifiée (1 ml HCl 0,65N) et un aliquote de 3 ml est purifié par gravitation sur des cartouches SPE (Waters Oasis HLB 60 mg 3cc). Après séchage des colonnes, l’ergostérol est récupéré par ajout de 1,4 ml d’isopropanol. Enfin, la teneur en ergostérol de l’extrait est dosée par HPLC (injection : 10 µl ; détection : 282 nm ; flux : 1,4 ml/min ; température : 33°C). L’ergostérol récupéré dans l’isopropanol est dosé en phase liquide par HPLC (Gessner et Schmitt, 1996). La biomasse mycélienne colonisant les litières a été exprimée en masse d’ergostérol par gramme de litière (AFDM). Les disques de feuilles ont été séchés à 105° pendant 24 h et pesés. Ces masses seront ajoutées à celles des feuilles restantes pour le calcul de la masse sèche finale.

Détermination des caractéristiques chimiques des litières

Parmi les facteurs conditionnant la décomposition de la litière végétale dans les rivières, la nature du matériel végétal a particulièrement retenu l’attention des écologistes. Des études ont montré que les différences constatées dans les vitesses de décomposition de différentes essences seraient attribuées à leur composition chimique, en général leur teneur en azote (Kaushik & Hynes, 1971), en lignine (Paul et al. 1983) ; (Suberkropp et al. 1976) ; (Gessner & Chauvet, 1994) et leur rapport C/N (Triska et al. 1975). Nous avons déterminé dans la présente étude, les teneurs en N, P, Mg, et Ca ; lignine et cellulose, et les rapports C/N.
N et P sont les deux éléments nutritifs les plus limitants des plantes (Reich & Oleksyn, 2004) ; Mg est une composante importante du régime alimentaire des invertébrés et sa concentration dans la litière peut affecter la décomposition dans les écosystèmes terrestres et aquatiques (Makkonen et al. 2012 ; Garcia-Palacios et al. 2016).
Le carbone et l’azote contenus dans les feuilles ont été déterminés sur des sous-échantillons de 50 mg de broyat provenant des sacs GM et FM, ainsi que sur les litières supplémentaires (T0), en utilisant la technique d’analyseur élémentaire CHN dans un Flash 2000 Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, USA. NF ISO 10694 ; NF ISO 13878 ; NF EN 13137).
Le phosphore(P) est déterminé par la méthode spectrométrique au molybdate d’ammonium (NF EN 6878 adaptée) dans un spectrophotomètre (Uvi Light XT5 SECOMAM), après un pré-traitement des échantillons à l’oxydation au persulfate en milieu acide.
Les déterminations de Mg et de Ca ont été obtenues à partir de cinq aliquotes de 100 mg de litière broyée dans des tubes en polypropylène (Digitubes SCP Science France, Courtabœuf) et auxquelles on a ajouté 4 ml de HNO3 ultra pure (65-67% de Sigma Aldrich et qui, ensuite ont été chauffés sur une plaque chauffante à 90 °C pendant une nuit. Les solutions digérées ont été diluées à 30 ml en utilisant de l’eau ultra pure (système mQ – Millipore) avant que les concentrations de Mg et de Ca ne soient déterminées en utilisant un ICP-OES IRIS Intrepid II de Thermo Electron. Les blancs étaient négligeables et des matériaux de référence (NIST 1515 Apple Leaves et WEPAL-IPE-176 – Reed / Phragmites communis) ont été utilisés pour assurer une bonne interprétation des résultats.
La lignine et la cellulose sont des constituants structuraux des plantes vasculaires qui représentent une part importante de la masse sèche de la litière. Les deux composés confèrent une ténacité aux feuilles, les protégeant contre l’herbivorie, des infections microbiennes et fournissant des propriétés d’imperméabilité aux parois cellulaires des plantes ; la lignine est particulièrement difficilement biodégradable. Les litières riches en ces composés tendent à être très réfractaires ( Gessner & Chauvet, 1994 ; Gessner et al. 2010). Lignine et cellulose ont été approximées par gravimétrie suivant la méthode proposée par Goering & Van Soest (1970) (Gessner, 2005). L’analyse a été réalisée sur cinq répliques de chaque essence. Cette méthode consiste en une succession d’attaques visant à éliminer les différents composés de la feuille par étapes. Les feuilles sont séchées à l’étuve à 105°C pendant 48 h, pesées et broyées. Pour chaque espèce de feuilles, des sous-échantillons de 250 mg sont pris et placés dans les creusets poreux. Les échantillons sont maintenus dans des creusets poreux, de manière à retenir les fibres alors que les autres composés passent à travers les pores des creusets et sont ainsi éliminés. L’analyse comporte les étapes suivantes : 1) dilution à l’acide et au détergent (20 ml de Cetyltrimethylammonium bromide à 20 g/l dans de l’acide sulfurique à 0,5 M et 0,4mL de Decahydronaphtalene), cette étape permet d’éliminer tous les composés non fibreux (oligosaccharides, polyphénols). La teneur en fibres est donc égale à : ! »#!$ .100= FDA !%
Où: W0 = poids du creuset sec, y compris la fibre après lavage au détergent acide, Wt = poids taré du creuset séché au four, WS = poids initial de l’échantillon séché à l’étuve 2) Digestion à l’acide sulfurique concentré (H2SO4 à 72%), cette étape a pour but d’éliminer la cellulose et de ne laisser dans les creusets que la lignine. On ajoute de l’acide concentré (H2SO4 à 72%) dans les creusets contenant les fibres et on remue à intervalles d’une heure pour que l’acide s’écoule nous avons faits trois additions de manière à couvrir continuellement le contenu (fibre) sans que le creuset ne soit rempli, pendant 3 h. Les contenus sont lavés avec de l’acétone puis abondamment avec de l’eau chaude jusqu’à ce qu’ils soient débarrassés d’acide. Les creusets sont séchés à l’étuve à 105°C pendant une nuit, puis pesés.
La cellulose est donc déterminée par digestion acide comme-suit : !%&’ . ) » » = CDA
Où : La = perte due au traitement à H2SO4 à 72%, 3) Combustion complète de la matière organique par passage au four à moufle à 550°C pendant 3 heures, afin de déterminer la masse de matière minérale restant dans l’échantillon. Les échantillons sont placés dans un dessiccateur pendant 1 h puis pesés. La lignine est alors déterminée comme la masse restante après la digestion au détergent et à l’acide -+,. . ) » » = LAD.

Table des matières

Abstract
Introduction générale
1. Macroinvertébrés et hyphomycètes aquatiques : composantes structurelles et fonctionnelles des écosystèmes aquatiques
2. Fonctionnement des cours d’eau d’ordre inférieur : importance de la décomposition des litières
Contribution des hyphomycètes et invertébrés aquatiques dans les cours d’eau tropicaux
Le cas des cours d’eau d’Afrique tropicale
3. Contexte, objectifs et structure de la thèse
Chapitre I. Sites et Méthodes
Sites d’étude
1. Forêt classée de Ziama
2. Bassin du Milo
3. Stations d’échantillonnage et d’expérimentation
Matériels et méthodes
1. Mesure des paramètres physico-chimiques
2. Inventaire des macroinvertébrés benthiques.
3. Inventaire des hyphomycètes aquatiques
4. Décomposition des litières
5. Analyses statistiques
Chapitre II. Diversité des macroinvertébrés benthiques de Guinée : cas des rivières de Ziama et du bassin du Milo
Introduction
1. Importance alimentaire et médicale des invertébrés aquatiques
2. Importance des invertébrés dans l’alimentation des poissons
3. Les invertébrés d’eau douce comme bioindicateurs de pollution
4. Macroinvertébrés et transformation de la matière organique
5. Etat des connaissances en Guinée
Sites
Méthodes
1. Paramètres physico-chimiques de l’eau
2. Techniques de prélèvement
3. Tri et détermination
4. Analyse de la faune
5. Groupes fonctionnels trophiques
6. Traitement des données
Résultats
1. Paramètres physico-chimiques de l’eau
3. Abondance
4. Diversité : Indice de Shannon-Weaver – Equitabilité
5. Importance des différents ordres par station
6. Groupes fonctionnels trophiques
Discussion
Chapitre III. Introduction à l’étude des hyphomycètes aquatiques de Guinée 
Introduction
1. Biologie
2. Habitat
3. Ecologie
4. Rôle de décomposeurs
5. Biogéographie
Diversité des hyphomycètes aquatiques de quelques cours d’eau guinéens
1. Sites et méthodes
2. Résultats et Discussion
Chapitre IV. Décomposition des litières en cours d’eau forestiers guinéens
Résumé
Introduction
Sites d’étude
Démarches expérimentales
1. Mesure des paramètres physico-chimiques de l’eau
2. Détermination de la composition chimique des feuilles
3. Décomposition
4. Hyphomycètes aquatiques associés aux litières
5. Macroinvertébrés associés aux litières
6. Analyse des données
Résultats
1. Paramètres physico-chimiques de l’eau
2. Caractéristiques initiales des litières
3. Décomposition
Discussion
1. Décomposition des litières
2. Qualité de la litière
3. Contribution des hyphomycètes aquatiques
4. Rôle des macroinvertébrés
Chapitre V. Décomposition des litières en cours d’eau de savane guinéenne
Résumé
Introduction
Sites d’étude
Méthodes
1. Mesure des paramètres physico-chimiques de l’eau
2. Décomposition
Résultats
1. Paramètres physico-chimiques de l’eau
2. Composition chimique initiale des feuilles.
3. Perte de masse
4. Hyphomycètes aquatiques associées aux feuilles.
5. Macroinvertébrés associés aux litières
Discussion
1. Rôle des hyphomycètes aquatiques
2. Contribution des macroinvertébrés
Chapitre VI. Discussion générale
1. Diversité des macroinvertébrés benthiques
2. Diversité des hyphomycètes aquatiques
3. Décomposition des litières
3.1. Taux de décomposition et qualité des litières
3.2. Importance des hyphomycètes aquatiques
3.3. Rôle des macroinvertébrés benthiques
3.4. Evidence de la prédominance des microorganismes dans la décomposition des litières en Guinée
3.5. Comparaison inter-régionale : Guinée Forestière vs Haute-Guinée
Conclusions et perspectives
Références bibliographiques

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