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DIAGNOSTIC BACTERIOLOGIQUE DE L’INFECTION DU TRACTUS URINAIRE
L’examen cytobactériologique des urines (ECBU) est l’examen qui autorise le diagnostic de certitude d’une infection urinaire. (Quigley R, 2009)
Il permet d’isoler le microorganisme responsable (bactérie ou levure) de l’infection et permet de déterminer la sensibilité de la ou des bactéries isolées aux antibiotiques (antibiogramme). Son apparente simplicité d’exécution ne doit pas faire oublier qu’il convient de respecter en toute circonstance une méthodologie rigoureuse.
Prélèvement
L’ECBU est l’exemple typique des prélèvements pour lesquels la méthodologie analytique a été parfaitement standardisée.
C’est une étape primordiale qui conditionne la qualité des résultats. Il peut se dérouler au laboratoire ou à domicile, l’essentiel étant de bien expliquer aux patients les conditions à respecter.
Il doit se faire dans des conditions d’asepsie rigoureuse. (REMIC, 2010)
Sujet adulte coopératif et enfant avec miction volontaire
La réalisation du prélèvement sera confiée aux patients adultes ou aux parents de l’enfant, il conviendra de leur fournir des renseignements précis.
Les urines sont recueillies de préférence le matin ou des urines ayant stagné pendant au moins 4h dans la vessie. Après lavage hygiénique des mains et toilette soigneux des organes génitaux externes (région vulvaire chez la femme et méat chez l’homme) avec une solution antiseptique ou un savon doux et rinçage soigneux à l’eau, on procède comme suit :
– le sujet élimine la première partie de la miction (afin de laver l’urètre antérieur et de le débarrasser de sa flore commensale.) pour ne recueillir dans un flacon stérile que les 20- 30ml suivants au minimum en prenant soin de ne pas toucher le bord supérieur du récipient. La miction se termine en dehors du flacon.
– fermer hermétiquement le flacon, l’identifier très précisément et le porter immédiatement au laboratoire accompagné de sa prescription et de l’heure de prélèvement.
Chez une femme qui présente des pertes même minime, la mise en place d’une protection vaginale est indispensable. (Denis F., et coll., 2007)
Sujet adulte non coopératif ou incontinent
Le recueil chez la femme sera réalisé par sondage urinaire à l’aide d’une sonde de petit calibre. Cette manœuvre est à éviter chez l’homme car pourvoyeuse de prostatites et on lui préférera le recueil par collecteur pénien, voir par cathétérisme sus pubienne en cas de rétention d’urine. (Denis F., et coll., 2007)
Chez le nourrisson et petit enfant sans miction volontaire
Après un nettoyage soigneux de la région périnéale de la vulve et du méat urinaire : un sac plastique collecteur sera fixé au moyen d’un adhésif autour des organes génitaux de l’enfant sans béance; ce sac ne doit pas être laissé plus de 30 minutes. Au delà de ce temps, on place un nouveau sac après avoir recommencé le nettoyage. Les urines sont recueillies dès émission puis transvasées dans un pot stérile. (Denis F., et coll., 2007)
Porteurs de sonde à demeure
Le tuyau d’évacuation sera clampé pendant dix minutes afin de laisser l’urine s’accumuler en amont, puis l’urine sera ponctionnée via l’opercule spécifique de la sonde après désinfection à l’alcool iodée. Il ne faut pas déconnecter le système de drainage qui doit rester fermé.
Ce type de prélèvement ne reflète cependant pas toujours la ou les espèces bactériennes présentes dans la vessie mais plutôt les espèces colonisant la sonde urinaire. C’est pourquoi dans toute la mesure du possible, on privilégiera le prélèvement juste après un changement de sonde. (Denis F., et coll., 2007)
Ponction vésicale sus-pubienne
C’est le mode de prélèvement idéal des urines, il permet d’éviter toute contamination par la flore de l’urètre. Toutefois, cette technique étant invasive donc ne peut être utilisée en première intention. (Corsia G et coll., 1999)
Elle consiste à prélever directement l’urine par ponction vésicale transcutanée après désinfection soigneuse des téguments, à l’aide d’une seringue montée.
Transport et conservation des urines
Afin d’éviter toute pullulation bactérienne, le transport se fera le plus rapidement possible au laboratoire, les urines ne doivent jamais être conservées plus de 2h à température ambiante.
L’utilisation des milieux de conservation (acide borique par exemple) empêchant la multiplication bactérienne et réduisant la cytolyse permet la conservation des urines à température ambiante pendant 48h.
A défaut, les urines peuvent être conservées à +4°C pour une durée maximale de 24h. (REMIC, 2010)
Renseignements accompagnant le prélèvement
Ces renseignements sont indispensables car ils permettent aux microbiologistes d’optimiser l’ECBU et son interprétation.
Ils concernent, l’âge et le sexe du patient ; le mode et l’heure du prélèvement, les motifs de la demande, les antécédents d’ITU, la notion de maladie concomitante et le traitement éventuellement déjà institué. (Denis F., et coll., 2007)
Conduite de l’examen cytobactériologique des urines
L’ECBU comprend plusieurs étapes comme décrit sur la figure 6:
Examen macroscopique des urines
L’urine normale est claire, d’aspect jaune citrin. Cet examen a exclusivement une valeur d’orientation et consiste à noter l’aspect des urines qui peuvent être trouble, ictérique, hématique, d’odeur nauséabonde (figure 7).
On note parfois la présence de sédiments : blanchâtres (phosphates), rouge brique, (acide urique), roses (urates).
L’émission d’urines troubles suggère une ITU mais n’est cependant pas spécifique. En effet, elle peut être liée à la présence de cristaux, de médicaments.
Examen microscopique
Cet examen doit être effectué dans les 2h qui suivent le prélèvement afin de limiter l’altération des éléments cellulaires.
Examen cytologique
A l’aide d’un dispositif à numération (cellule de malassez, nageotte…) à usage unique, on dénombre les différents éléments figurés contenus dans un volume donné de l’urine à étudier (10μl en général) après avoir homogénéisé les urines par agitation. Leur nombre est rapporté au millilitre.
La méthode de numération semi-quantitative par champ microscopique au fort grossissement sur urine centrifugée n’est pas reproductible et ne doit pas être utilisée pour évaluer la leucocyturie. (REMIC, 2010)
A l’état normal
L’urine est très pauvre en éléments cellulaires : moins de 103 hématies et moins de 104 leucocytes par millilitre ainsi que quelques cellules de desquamation de la muqueuse. On peut y trouver également des cylindres hyalins qui sont principalement composés de la protéine de Tamm-horsfall et des cristaux.
A l’état pathologique
On pourra y rencontrer:
Des leucocytes
Les leucocytes sont des cellules produites dans la moelle osseuse et présentes dans le sang, la lymphe, les organes lymphoïdes et de nombreux tissus conjonctifs de l’organisme.
Ils sont constamment rencontrés en grand nombre ≥ 104 leucocytes par ml au cours des infections urinaires. En effet dans ce type d’infection, la multiplication bactérienne s’accompagne d’une mise en œuvre des défenses de l’organisme, d’où une réaction cellulaire qui, dans son aspect le plus intense se traduit par une leucocyturie très importante voire une pyurie.
Les hématies
Les hématies sont des éléments figurés du sang dont le cytoplasme est riche en hémoglobine et qui assure le transport des gaz respiratoires dont le dioxygène. Selon son intensité, l’hématurie peut être microscopique ou macroscopique.
Les traumatismes, les calculs, les tumeurs siégeant en un point quelconque de l’appareil urinaire, les troubles de la coagulation peuvent être à l’origine d’hématurie.
Les cellules de revêtement
Les cellules de revêtement de l’arbre urinaire et de la muqueuse vésicale, provenant de la desquamation, sont les corollaires de l’infection et s’accompagnent d’une leucocyturie. On peut retrouver des cellules épithéliales qui proviennent des tubules rénaux ou des voies excrétrices.
Les cylindres
Ils représentent les moulages des tubules éliminés dans les urines. Selon leur nature, on distingue les cylindres graisseux, les cylindres hématiques, les cylindres granuleux.
les cristaux médicamenteux d’oxalate de calcium, d’acide urique, de phospho-ammoniacoŔmagnésien signent la présence d’une lithiase secondaire à une infection liée à une bactérie productrice d’uréase.
Les levures, Trichomonas, spermatozoïdes, œuf de parasites
(Schistosoma haematobium) ou bactéries
La cytologie qualitative sera précisée par l’étude du culot urinaire. On doit distinguer les lymphocytes et les polynucléaires souvent altérés ou en amas. On rencontre aussi des cellules rondes rénales, des cellules en raquette de la couche moyenne de l’épithélium vésical, de grandes cellules à petits noyaux d’origine vaginale. Cet examen fait encore reconnaitre les cylindres et les cristaux.
Examen direct après coloration de Gram
Il est réalisé selon les circonstances cliniques. Cet examen non obligatoire se fait sur des urines non centrifugées.
– Permet une orientation diagnostique rapide pour le biologiste
– Permet d’objectiver facilement la colonisation de l’urine par une flore de proximité
De plus dans certains cas, notamment lors de culture stérile avec examen direct positif, il permettra d’adapter les milieux de culture.
La limite principale de cet examen microscopique est l’insuffisance de sensibilité pour détecter une bactériurie de l’ordre de 103-104 UFC/ml. (REMIC, 2010)
Méthodes rapides de détection : bandelettes réactives chimiques
Les méthodes rapides de détection consistent : soit à détecter dans l’urine la présence d’enzymes bactériennes soit à détecter précocement la croissance bactérienne
La détection précoce de la croissance se fait grâce à des automates qui enregistrent en continu, l’augmentation de la masse bactérienne dans un milieu standard incubé à 37°c avec parfois une agitation pour accélérer la croissance. La détection des bactéries se fait le plus souvent par turbidimétrie mais peut également faire appel à la bioluminescence (mesure de l’ATP bactérien) ou la radiométrie (détection de 14CO2). Le rapport qualité/cout de ces méthodes est médiocre et sont donc peu utilisées.
Les méthodes de criblage rapide consistent à rechercher simultanément une bactériurie et une leucocyturie par détection dans les urines d’enzymes bactériennes (le plus souvent nitrate-réductase) et leucocytaires (leucocytes estérases). Ces méthodes qui donnent un résultat en quelques minutes par immersion dans l’urine fraichement émises d’une bandelette réactive sont simples et peu couteuses. (Whiting P et coll., 2005)
Cependant elles ne doivent être utilisées qu’à deux conditions:
elles doivent détecter simultanément une bactériurie et une leucocyturie
elles ne doivent être utilisées que pour dépister les urines négatives (Fauchere JL et coll., 2002).
Cependant cette méthode ne peut être utilisée dans les cas suivants:
chez les patients sondés du fait de la présence habituelle de leucocytes et l’absence de production de nitrate-réductase par certaines bactéries plus fréquentes dans les ITU sur sonde (Pseudomonas spp, Acinetobacter spp, Enterococcus spp)
chez les patients avec une vessie neurologique qui présente une leucocyturie chronique
certains traitements médicamenteux qui interférent avec la réactivité des tests ou de leur lecture (REMIC, 2010).
Elles indiquent aussi le pH urinaire (un pH 7 signale des germes à activité uréasique tel que Proteus ou Klebsiella pneumoniae) et renseigne sur la teneur en albumine, glucose, corps cétoniques, urobiline et en bilirubine dans l’urine.
L’association des deux tests : détection nitrate-réductase et leucocyte estérase permet de palier les défauts de sensibilité de chacun. (Aitouamar H. et coll., 1999).
Ainsi, l’absence simultanée de nitrites et de leucocytes estérase présente une très bonne valeur prédictive négative chez l’adulte et le grand enfant sans facteur de risque associé.
Une bandelette négative chez un patient sans facteurs de risques associés permet d’éliminer raisonnablement le diagnostic d’ITU et de ne pas réaliser un ECBU. En effet ces bandelettes permettent de réduire de 30% le nombre d’ECBU réalisés au laboratoire. (Leroy V, et coll., 2004, Raymond J et coll., 1998)
De plus la performance du test de la bandelette dépend du respect strict des temps de lecture. Dans le but de standardiser cette lecture, elle peut être réalisée par de petits automates qui présentent l’avantage d’éditer un résultat sur papier afin d’avoir une trace écrite du résultat dans le dossier du patient. (Legras A et coll., 1993).
Mise en culture
Choix des milieux de culture
La très grande majorité des bactéries responsables d’ITU ne sont pas exigeantes et sont cultivables sur gélose ordinaire. (Denis F., et coll., 2007)
Cependant aucun milieu à lui seul ne permet la quantification et l’isolement de toutes les bactéries potentiellement retrouvées.
Milieux non chromogènes
Initialement, les milieux les plus usuels étaient adaptés à la croissance des entérobactéries avec le plus souvent un indicateur de l’attaque du lactose permettant une différenciation des colonies. Les milieux les plus utilisés étaient – soit non sélectif : le milieu de CLED et le milieu lactosé au bromocrésol pourpre ;
– Soit sélectif : le milieu de Mac Conkey.
L’utilisation des milieux sélectifs par les bactéries à Gram négatif rendait impératif l’ensemencement d’une gélose adaptée aux bactéries à Gram positif telle qu’une gélose au sang avec ou sans inhibiteurs de type acide nalidixique plus colimycine. (Denis F., et coll., 2007)
Milieux chromogènes
Le principe du milieu chromogène est d’utiliser des substrats synthétiques qui sont des analogues structuraux d’une molécule naturellement clivée par une enzyme caractéristique d’une espèce bactérienne ou d’un groupe d’espèces bactériennes. Le substrat clivé acquiert des propriétés chromogéniques et précipite en colorant la colonie sans diffuser dans la gélose.
La plus part des milieux chromogènes utilisent un jeu de différents substrats permettant une très bonne différenciation des colonies et une identification présomptive de ou des espèces bactériennes présentes dans l’urine.
Aujourd’hui, les milieux chromogènes bien que plus onéreux, ont largement supplanté les milieux non chromogènes en raison de plusieurs avantages. Ces milieux permettent une discrimination plus fine des colonies et donc une meilleure sensibilité de détection des urines polymicrobiennes. Ils permettent une identification directe d’Escherichia coli, Enterococcus Spp et de Proteus mirabilis, à l’aide de tests complémentaires simples (indole, état frais) permettant une identification plus rapide au biologiste et une éventuelle adaptation de l’antibiothérapie probabiliste.
Ils permettent une économie substantielle en réactifs et en temps technicien. Il est à noter toutefois que dans de rares cas ce système d’identification peut être pris en défaut.
Ainsi par exemple, de rares souches de Citrobacter freundii indologènes dépourvues de β-D-galactosidase peuvent être identifiées à tort comme E. coli.
Le microbiologiste notamment en milieu hospitalier du fait de la plus grande diversité des entérobactéries rencontrées devra donc rester vigilant pour bien contrôler l’adéquation entre l’identification et l’antibiogramme.
Un autre risque est représenté par la possibilité de confondre un entérocoque et un streptocoque du groupe B qui peut être responsable d’ITU chez la femme enceinte ou le nouveau né. Chez ces patients, l’utilisation en parallèle d’une gélose au sang est souhaitable. (Denis F., et coll., 2007)
Autres milieux
D’autres milieux peuvent être utilisés en fonction du contexte clinique ou en fonction de la coloration de Gram :
– en cas de cystite hémorragique chez des patients immunodéprimés, on recherchera Corynebacterium urealyticum en ensemencement une gélose au sang et en prolongeant l’incubation au delà de 24 heures.
– en présence de bactéries à Gram positif à l’examen direct, une gélose au sang sera systématiquement ensemencée.
– en présence de germes à l’examen direct et en l’absence de culture en 24 heures, une recherche d’anaérobies et de germes exigeants sera réalisée en ensemençant une gélose au sang incubée en anaérobie durant 48 heures et une gélose chocolat sous CO2 durant 48 heures.
– en présence de levures, un milieu sabouraud ou un milieu chromogène pour levures (permettant l’identification de Candida albicans) sera ensemencé et incubé à 30°C. (Denis F., et coll., 2007)
Modes d’ensemencement
L’ensemencement doit répondre au double but de dénombrer les bactéries et d’isoler la ou les bactéries en cause en obtenant des colonies bien distinctes les unes des autres. (Denis F., et coll., 2007).
Méthode originale de Kass
On fait des dilutions en série de 10 en 10 de l’urine. Un volume connu de chaque dilution est étalé sur une boite de pétri.
Méthode de Kass modifiée
Cette méthode est actuellement la plus utilisée : 0.1 ml d’urine bien mélangée est diluée dans 9.9 ml d’eau distillée stérile à l’aide d’une pipette calibrée à 0.1 ml ; puis 0.1 ml de cette dilution est ensuite aussitot étalée sur une gélose nutritive avec un râteau préalablement stérilisé.
Méthode simplifiée de verron
L’urine est diluée au 1 /100 en eau distillée stérile. On étale 0,1ml de cette dilution. Une colonie correspond à 1000 bactéries par ml.
Méthode de l’anse calibrée
L’urine est prélevée à l’aide d’une anse de 10μl et est ensemencée selon une méthode standardisée qui permet grâce à un abaque, de convertir l’aspect de la culture en UFC /ml et ce sans dénombrement. Une colonie correspond à 104 bactéries/ml.
Cette méthode simple, sans dilution préalable permet une numération de 103 à 106 UFC /ml tout en permettant l’obtention de colonies isolées.
Méthode de la lame immergée
On plonge dans l’urine fraîchement émise une lame portant les milieux nutritifs, généralement mac conkey et CLED. Cette méthode permet l’ensemencement des urines au lit du malade.
Toute fois, elle présente le désavantage de ne pas obtenir des colonies isolées pour des concentrations de 106 bactéries/ml et donc nécessite souvent le réensemencement en isolement de l’urine en cas d’infection.
Incubation des urocultures
Après ensemencement les urines sont conservées à +4°C jusqu’à clôture de l’examen. La lecture sera effectuée après 24h d’incubation à 35°C environ. (REMIC, 2010)
La majorité des bactéries des ITU pousse en 18 à 24 heures et en dehors de contexte particulier, il n’y a pas lieu de prolonger l’incubation. Dans certains cas : bactéries exigeantes, déficients ou culture négative ; malgré la présence de bactéries à l’examen direct, il faut savoir modifier le milieu de culture (gélose au sang ou chocolat) et l’atmosphère (anaérobie et CO2) et prolonger l’incubation.
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : GENERALITES
I- LES INFECTIONS DU TRACTUS URINAIRES
I-1- Anatomie de l’appareil urinaire
I-1-1- Les reins
I-1-2- Les uretères (Gougoux A., 2009)
I-1-3- La vessie (Gougoux A., 2009)
I-1-4- L’urètre (Gougoux A., 2009)
I-1-4-1-Chez l’homme
I-1-4-2-Chez la femme
I-2- Physiologie de l’appareil urinaire
I-2-1- Les fonctions rénales
I-1-2-1-Filtration glomérulaire
I-1-2-2-Réabsorption
I-1-2-3-Sécrétion
I-2-2- Physiologie de la miction
I-2-3- Les mécanismes de défense
I-2-3-1-Chez l’homme
I-2-3-2-Chez la femme
I-2-3-3-Dans les deux sexes
I-3- Pathogénie
I-3-1- Formes cliniques des infections du tractus urinaire
I-3-1-1-Infection du tractus urinaire latente ou bactériurie asymptomatique
I-3-1-2-Cystite (Bruyére F. et coll., 2008a)
I-3-1-3-Pyélonéphrite aigüe (Bruyére F. et coll., 2008b)
I-3-1-4-Pyélonéphrites chroniques
I-3-3- Facteurs favorisant le développement d’une ITU (uropage.org)
I-3-3-1-Chez la femme
I-3-3-2-Chez l’homme
I-3-3-3-Dans les deux sexes
I-3-4- Voies de contamination
I-3-4-1-La voie ascendante urinaire
I-3-4-2-La voie hématogène
I-3-4-3-La voie lymphatique
I-4- Epidémiologie
II- DIAGNOSTIC BACTERIOLOGIQUE DE L’INFECTION DU TRACTUS URINAIRE
II-1- Prélèvement
II-1-1- Sujet adulte coopératif et enfant avec miction volontaire
II-1-2- Sujet adulte non coopératif ou incontinent
II-1-3- Chez le nourrisson et petit enfant sans miction volontaire
II-1-4- Porteurs de sonde à demeure
II-1-5- Ponction vésicale sus-pubienne
II-2- Transport et conservation des urines
II-3- Renseignements accompagnant le prélèvement
II-4- Conduite de l’examen cytobactériologique des urines
I-4-1- Examen macroscopique des urines
I-4-2- Examen microscopique
I-4-2-1-Examen cytologique
I-4-2-1-1-A l’état normal
I-4-2-1-2-A l’état pathologique
I-4-2-2-Examen direct après coloration de Gram
I-4-4- Mise en culture
I-4-4-1-Choix des milieux de culture
I-4-4-1-1-Milieux non chromogènes
I-4-4-1-2-Milieux chromogènes
I-4-4-1-3-Autres milieux
I-4-4-2-Modes d’ensemencement
I-4-4-3-Incubation des urocultures
I-4-4-4-Identification
I-4-4-5-Interprétation
I-4-4-5-1-Dans le cadre communautaire
I-4-4-5-2-Dans le cadre des infections associées aux soins
I-4-5- Antibiogramme
I-4-5-1-Technique de diffusion en gélose : méthode des disques
I-4-5-2-Techniques automatisées
III- TRAITEMENT
III-1- Traitement préventif
III-2- Traitement curatif (Courvalin P., et coll., 2012, De Mouy D. et coll., 1994)
III-2-1- Principe du traitement
III-2-2- Les antibiotiques utilisés dans le traitement des ITU
III-2-2-1-Définition
III-2-2-2-Classification des antibiotiques utilisés dans le traitement des ITU
IV- MODES D’ACTION DES PRINCIPAUX ANTIBIOTIQUES UTILISES DANS LE TRAITEMENT DES ITU
IV-1- Mécanisme d’action des béta-lactamines
IV-3- Les aminosides
IV-4- Les quinolones
IV-5- Le cotrimoxazole
IV-6- Les autres antibiotiques
IV-6-1- Le chloramphénicol
IV-6-2- La Rifampicine
IV-6-3- La Colistine
IV-6-4- Les Nitrofuranes
IV-6-5- Les tétracyclines
V- MECANISMES MOLECULAIRES DE LA RESISTANCE BACTERIENNE VIS-A-VIS DES ANTIBIOTIQUES UTILISES DANS LE TRAITEMENT DES ITU
V-1- Résistance aux béta-lactamines
V-1-1- Inactivation enzymatique
V-1-2- Diminution de la perméabilité membranaire
V-1-3- Modification de la cible des bêta-lactamines
V-2- Résistance aux aminosides
V-3- Résistances aux quinolones
V-4- Résistances à la fosfomycine
V-5- Résistances au cotrimoxazole
V-6- Résistance aux autres antibiotiques
V-6-1- Le chloramphénicol
V-6-2- La Rifampicine
V-6-3- Les Tétracyclines
DEUXIEME PARTIE : BILAN ET PROFIL DE SENSIBILITE AUX ANTIBIOTIQUES
I- PRESENTATION DE L’ETUDE
I-1- Cadre et période d’étude
I-2- Matériel, population d’étude et méthode
I-2-1- Matériel
I-2-1-1-Matériel de prélèvement
I-2-1-2-Matériel pour examen microscopique et chimique
I-2-1-3-Matériel pour la culture
I-2-1-4-Matériel pour la réalisation de l’identification et de
l’antibiogramme
I-2-1-5-Antibiotiques testés
I-2-1-6-Matériel pour la détection des BLSE
I-2-2- Population d’étude
I-2-3- Méthode d’étude
I-2-3-1-Type et période d’étude
I-2-3-2-Réalisation de l’antibiogramme
I-2-3-3-Technique de détection des souches productrices de BLSE
I-2-3-4-Traitement des données
II- RESULTATS
II-1- Résultats globaux
II-2- Urocultures positives
II-2-1- Répartition des urocultures positives par année
II-2-2- Répartition par sexe
II-2-3- Répartition par âge
II-2-4- Répartition en fonction du germe isolé
II-2-4-1-Les Entérobactéries
II-2-4-2-Les bactéries non fermentaires
II-2-4-3-Les Cocci
II-3- Profil de sensibilité aux antibiotiques
II-3-1- Les Entérobactéries
II-3-1-1-Escherichia coli
II-3-1-2- Les autres entérobactéries
II-3-2- Les bactéries non fermentaires
II-3-3- Les Cocci
II-3-3-1- Staphylocoques
II-3-3-2- Streptocoques
II-3-3-3- Entérocoques
III- DISCUSSION
III-1- Répartition des patients
III-2- Répartition des germes
III-3- Etude du profil de sensibilité
III-3-1- Les entérobactéries
III-31-1-Escherichia coli129
III-31-2- Les autres entérobactéries
III-3-2- Les bacilles à Gram- non fermentaires
III-3-3- Les Cocci
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
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