Développement du tissu mammaire des rongeurs en période pré-natale

La souris adulte présente cinq paires de mamelles réparties en trois paires thoraciques,

une paire abdominale et une paire inguinale. Pour les parties I.1, I.2 et I.3, l’étude se fera principalement chez le rat, qui est le référentiel des rongeurs dans la plupart des publications ; les paragraphes traitant spécifiquement de la souris seront précisés. Une des principales différences entre la souris et le rat concerne le nombre de mamelles. Chez le rat, six paires de mamelles sont dénombrées dont une paire cervicale, deux paires thoraciques, deux paires abdominales et une paire inguinale. La durée de la gestation d’une souris est de 19 à 21 jours. Chez le rat, elle est de 20 à 22 jours. L’organogenèse du tissu mammaire débute dès le développement embryonnaire et l’histogenèse se poursuit chez le foetus, puis chez l’animal prépubère et enfin chez l’animal adulte. Le développement embryonnaire et foetal des glandes mammaires se divise en quatre étapes distinctes selon l’âge et la taille de l’embryon ou du foetus. RUSSO et al. (cités par JONES et al., 1990), ont mis ces étapes en évidence sur le rat albinos.

Au 11ème jour de vie embryonnaire, deux épaississements épidermiques se forment de façon symétrique en région crânio-ventrale du tronc, sur sa face ventrale. Des cellules mésodermiques s’agglomèrent autour de ces épaississements afin de former deux crêtes mammaires ventrales à orientation crânio-caudale. La formation de ces crêtes s’observe sur un embryon de 6 à 10 mm de taille, ce qui correspond au 12ème jour de gestation. Au 13ème jour et 1 heure de gestation, les crêtes mammaires se composent de deux rangées de cellules distinctes : une couche de cellules épithéliales et une couche de cellules mésenchymateuses, séparées par une membrane basale. Une assise basale se forme progressivement entre la couche de cellules épithéliales et la couche de cellules mésenchymateuses au fur et à mesure du développement des crêtes mammaires dans le sens crânio-caudal ; elles formeront les cellules myoépithéliales. Chez le rat mâle, à 12 jours de vie intra-utérine (15ème jour d’âge embryonnaire chez la souris mâle (THE STAFF of JACKSON LABORATORY, 1989)), sous l’influence de la testostérone, des récepteurs aux androgènes se mettent en place au pôle basal des cellules épithéliales et entrainent leur dégénérescence. Ce phénomène se passe dans les 36 à 84 heures après la différenciation morphologique des testicules. Chez la femelle au stade embryonnaire, l’absence de réponse aux androgènes est importante pour la survie des glandes mammaires.

Structure histologique du tissu mammaire des rongeurs

Les glandes mammaires sont de structure tubuloalvéolaire. Elles sont entourées de fibres de collagène associées à des fibroblastes, des capillaires sanguins et des vaisseaux lymphatiques, le tout contenu dans un coussinet adipeux (JONES et al., 1990). Chez les rongeurs, chaque glande mammaire l’histologie des canaux et des alvéoles varie avec la localisation de la glande, l’âge de l’animal, le stade de son cycle sexuel et la gestation. Par exemple, chez la souris vierge, le système canalaire est le système le plus développé. Les lobules sont petits et peu développés. Les lobules situés proximalement au mamelon sont généralement les plus développés (BOORMAN et al., 1990). La paroi des canaux galactophores est constituée d’un épithélium bistratifié comportant une assise luminale de cellules glandulaires et une couche basale de cellules myoépithéliales (SOBOTTA et WELSCH, 2004). Les bourgeons terminaux sont constitués de trois à six couches de cellules indifférenciées et les bourgeons alvéolaires, qui se développent à partir des bourgeons terminaux sont uni ou bistratifiés.

Les cellules sécrétantes (bordant la lumière) sont de structure cubique ou prismatique avec un noyau rond ou ovale. Des cellules myoépithéliales sont présentes mais leur nombre est variable et elles ne forment pas une strate cellulaire continue. Il existe trois sous types de cellules épithéliales qui peuvent être distinguées de par leur ultra-structure et leurs caractéristiques histochimiques : les cellules claires (light cells), les cellules intermédiaires (intermediate cells) et les cellules sombres (dark cells). Les cellules claires possèdent un noyau rond à ovale avec une hétérochromatine lâche et un cytoplasme électroluminescent. Les cellules sombres possèdent un noyau de forme irrégulière avec une hétérochromatine dense et un cytoplasme dense aux électrons. Les cellules intermédiaires possèdent un noyau ovale avec une hétérochromatine homogène et un cytoplasme d’aspect intermédiaire. Les trois quarts des cellules composant les canaux galactophores et les bourgeons terminaux sont des cellules sombres et le quart restant est réparti équitablement entre les cellules intermédiaires et les cellules myoépithéliales. Les cellules claires représentent moins de 1% de la population cellulaire des glandes mammaires. C’est au cours de la lactation que se déroule la majorité des différenciations fonctionnelles des cellules épithéliales. En effet le tissu mammaire montre alors un aspect typique d’un épithélium sécrétoire. Les cellules épithéliales qui bordent la lumière des acini sont hautement polarisées. Elles sont reliées entre elles par des jonctions serrées et elles présentent des microvillosités au pôle apical dirigées vers la lumière. L’épithélium mammaire est entouré par une lame basale qui constitue une frontière avec le stroma (BORELLINI et al., 1989).

La synthèse des oestrogènes

Les cellules de la thèque interne des follicules ovariens produisent les androgènes. Les cellules de la granulosa expriment l’aromatase (CYP19) qui permet la synthèse des oestrogènes à partir de la testostérone ou de l’androstènedione en 17β oestradiol et en oestrone respectivement (TIRET, 2008). Les follicules ovariens sont les principaux sites de production des oestrogènes. Le cerveau et le tissu adipeux sont aussi capables de convertir les androgènes en oestrogènes, grâce à l’action de l’aromatase (GOLOVINE et al., 2003). L’aromatase est un complexe d’enzymes dont les deux composants essentiels sont l’aromatase cytochrome P450 et une réductase, la NADPH-cytochrome P450 réductase (CONLEY et al., 2001). Elle est exprimée dans les gonades (ovaires et testicules) et le cerveau (ZHAO et al., 2009). L’aromatase est essentielle pour le développement de l’appareil reproducteur et donc pour la fertilité de l’animal. Dans les ovaires, l’expression de l’aromatase P450 est plus importante dans les cellules de la granulosa des follicules pré ovulatoires que dans les petits follicules (HICKEY et al., 1988).

Dans certaines lignées murines, l’aromatase P450 peut aussi être localisée dans les corps progestatifs. Au stade folliculaire du cycle sexuel des souris, les oestrogènes sont synthétisés exclusivement au niveau des cellules de la granulosa à partir des androgènes produits par les cellules de la thèque interne. Le cytochrome P450c17 qui catalyse la biosynthèse des androgènes est localisé exclusivement en région de la thèque interne tandis que l’aromatase P450 qui convertit les androgènes en oestrogènes est exprimée exclusivement dans la membrane des cellules de la granulosa. Le cytochrome P450c17 et l’aromatase P450 sont retrouvées au sein des corps progestatifs après l’ovulation (CONLEY et al., 2001).

La synthèse des oestrogènes et l’expression de l’aromatase P450 dans le cerveau sont essentielles pour que l’animal manifeste un comportement sexuel normal. Chez le rat mâle une forte activité de l’aromatase a été mise en évidence dans la section médiale basale hypothalamique et en région des amygdales (LEPHART, 1996). Plus précisément, l’activité de l’aromatase est élevée en région des amygdales et des noyaux préoptiques périventriculaire et médial, et basse en région du noyau suprachiasmatique, de l’hypothalamus antérieur périventriculaire, du noyau arqué et du cortex notamment. Ces régions sont importantes dans la régulation neuroendocrine de la reproduction et du comportement sexuel. Chez le rat, il semble que l’activité de l’aromatase soit plus élevée chez le mâle que chez la femelle. Ce complexe enzymatique est retrouvé dans l’hypothalamus des deux sexes au cours de la période pré natale, à partir de 16 jours de vie embryonnaire. Ensuite le taux d’aromatase diminue à la naissance et cela jusqu’à la puberté. La régulation de l’expression de l’aromatase P450 dans les gonades est différente de celle observée dans le cerveau. Dans les ovaires et les testicules, les hormones folliculostimulante FSH et lutéinisante LH agissent à travers une augmentation de la quantité d’AMPc afin d’induire l’expression de l’aromatase P450. A contrario, dans le cerveau, une augmentation intracellulaire d’AMPc provoque une diminution de l’activité de l’aromatase.

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Table des matières

LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
INTRODUCTION
I.Le tissu mammaire, les ovaires et le cycle sexuel des rongeurs : étude bibliographique
1.Développement du tissu mammaire des rongeurs en période pré-natale
1.1 Première étape : mise en place des crêtes mammaires
1.2 Deuxième étape : mise en place des bourgeons primaires des glandes mammaires
1.3 Troisième étape : position définitive sous-cutanée des glandes mammaires
1.4 Quatrième étape : mise en place des ramifications du canal galactophore primaire
2.Développement du tissu mammaire des rongeurs en période post natale
2.1 De la naissance à la puberté
2.1.1 Chez le mâle
2.1.2 Chez la femelle
2.2 Le développement post pubère
2.2.1 Chez la femelle vierge
2.2.2 Chez la femelle gestante
2.2.3 Chez la femelle en lactation
2.2.4 Chez la femelle en fin de lactation (involution de la glande mammaire)
3.Structure histologique du tissu mammaire des rongeurs
4.Structure histologique des ovaires
4.1 Les follicules primordiaux
4.2 Des follicules primordiaux aux follicules primaires
4.3 Des follicules primaires aux follicules secondaires
4.4 Des follicules secondaires aux follicules tertiaires
4.5 Des follicules tertiaires aux follicules de De Graaf
4.6 Le corps progestatif
5.Les facteurs mis en jeu au cours du développement du tissu mammaire murin
5.1 En période foetale : le mésenchyme mammaire
5.2 En période post natale
5.2.1 La prolactine
5.2.1.1 La synthèse de la prolactine
5.2.1.2 Rôle de la prolactine
5.2.2 Les hormones ovariennes
5.2.2.1 La progestérone
5.2.2.2 Les oestrogènes
5.2.3 Les hormones thyroïdiennes
5.2.4 La leptine
5.2.5 Les facteurs de croissance
5.2.5.1 L’ Insulin-like growth factor I (IGF-I)
5.2.5.2 L’ Epidermal growth factor (EGF)
6.Le cycle sexuel de la souris
6.1 Les quatre étapes du cycle sexuel
6.2 Contrôle endocrinien du cycle sexuel
6.2.1 La phase folliculaire
6.2.2 La phase ovulatoire
6.2.3 La phase lutéale
6.3 Influences extérieures sur le cycle sexuel
6.3.1 L’alternance jour/nuit
6.3.2 La température
6.3.3 L’humidité
6.3.4 L’alimentation
6.3.5 L’exposition de la femelle au mâle
II.Étude du développement du tissu mammaire murin en région interscapulaire, comparée à la région ventrale périmamelonnaire
1.Animaux, matériels et méthodes
1.1 Les animaux
1.1.1 Lot 1 : étude en fonction du cycle sexuel
1.1.2 Lot 2 : étude chez les souris supplémentées en oestrogènes
1.1.3 Lot 3 : étude chez les souris supplémentées puis privées en oestrogènes
1.1.4 Lot témoin
1.2 La solution enrichie en oestrogènes
1.3 La méthode de prélèvement
1.3.1 La technique de prélèvement classique
1.3.1.1 La méthode de prélèvement
1.3.1.2 La réalisation des lames histologiques
1.3.2 La technique de prélèvement « Whole Mount »
1.3.2.1 La méthode de prélèvement
1.3.2.2 La réalisation des lames histologiques
1.4 Lecture des lames histologiques
1.4.1 Sélection des lames
1.4.2 Lecture des lames de tissu mammaire de la région abdominale et de tissu interscapulaire
1.4.3 Lecture des lames des ovaires
2.Résultats
2.1 En fonction du cycle sexuel (lot 1)
2.1.1 En proestrus
2.1.2 En oestrus
2.1.3 En metoestrus
2.1.4 En début de dioestrus
2.1.5 En fin de dioestrus
2.1.6 Bilan de l’étude du développement du tissu mammaire au cours du cycle sexuel
2.2 En fonction de la supplémentation puis de la privation en oestrogènes (lots 2 et 3)
2.2.1 À J0
2.2.2 Chez les souris supplémentées en oestrogènes
2.2.2.1 Après cinq jours de supplémentation
2.2.2.2 Après dix jours de supplémentation
2.2.2.3 Après 28 jours de supplémentation
2.2.3 Chez les souris supplémentées puis privées en oestrogènes
2.2.3.1 Après 28 jours de supplémentation et cinq jours de privation
2.2.3.2 Après 28 jours de supplémentation et dix jours de privation
2.2.4 Bilan de l’étude du développement du tissu mammaire au cours de la supplémentation puis de la privation en oestrogènes
III. Discussion
En fonction du cycle sexuel
En fonction de la supplémentation puis de la privation en oestrogènes
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE