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DEVELOPPEMENT DU SQUELETTE
Le développement du squelette se fait via deux mécanismes : formation de l’os membranaire et formation de l’os endochondral (Erlebacher 1995). Le squelette est constitué d’environ 206 os différents selon leur origine embryologique. On distingue classiquement le squelette appendiculaire (les ceintures scapulaire et pelvienne, les membres supérieurs et inférieurs) et le squelette axial (le crâne, la colonne vertébrale et la cage thoracique), qui sont formés par ossification endochondrale et dépendent de l’existence d’une ébauche cartilagineuse. Cette ébauche repose sur le cartilage de croissance, une structure importante qui permet une croissance en longueur (Wuelling 2010). L’ossification membranaire intéresse les os plats et se fait selon un processus dit d’ossification membranaire c’est-à-dire directement à partir de l’ébauche de cellules mésenchymateuses.
Origine embryologique
Au cours du développement embryonnaire, l’embryon dit bi-dermique ou blastocoele est constitué de deux feuillets l’ectoderme et l’endoderme. Lors de la gastrulation, les cellules de l’endoderme s’invaginent et migrent pour constituer un feuillet intermédiaire, le mésoderme. On parle alors de disque embryonnaire constitué de trois feuillets. Le mésoderme intraembryonnaire va se différencier en trois structures de part et d’autre de la ligne primitive en voie de régression : le mésoderme para axial, le mésoblaste intermédiaire et le mésoblaste latéral. Au cours de la 3ème semaine, le mésoderme para axial se métamérise pour former les 42-44 paires de somites. Ces somites sont à l’origine de l ‘appareil locomoteur : squelette, muscles, derme-hypoderme et vaisseaux (Figs 1 et 2).
Morphogenèse des membres
La morphogenèse des membres se déroule entre la 5ème et la 8ème semaine de gestation. Les bourgeons des membres supérieurs apparaissent vers le 25-26ème jour alors que les membres inférieurs apparaissent vers le 28-30ème jour. Leur évolution est stéréotypée et suit une séquence très précise. Le développement d’un élément squelettique se fait en 4 phases. La première est la migration des cellules pré-squelettiques (cellules mésenchymateuses) au niveau du futur site de la squelettogénèse ; la seconde est l’interaction tissulaire épithélium-mésenchyme qui aboutit à la condensation cellulaire ; et la quatrième est la différenciation des chondrocytes (Fig 3) (Hall 2000).
La condensation cellulaire qui définit le futur élément osseux résulte soit d’un seul, soit de la combinaison de trois processus : une activité mitotique accrue, l’agrégation des cellules au centre et une défaillance des cellules à se disperser du centre (Hall 2000). Sur les sites où les os longs sont formés, les progéniteurs mésenchymateux se regroupent et forment des condensations à forte densité cellulaire. Dans les condensations mésenchymateuses, les cellules vont se différencier en chondrocytes sous le contrôle du facteur de transcription SOX9 et commencer à synthétiser une matrice extracellulaire riche en collagène de type II et des protéoglycanes spécifiques (Karsently 2002). SOX9 appartient à la famille des SRY (sex-determining region on the Y chromosome) contenant HMG (high mobility group) box DNA binding protein.
Du point de vue de la composition, les zones de condensation présentent des taux élevés de molécules de surface ou de matrice extracellulaire telles que la hyaladhérine, la ténascine, le syndécane, la N-CAM, et les protéoglycanes héparane-sulfate et chondroïtine-sulfate (Hall 2000).
L’équipe de Hall décrit les différents gènes et protéines impliqués dans la condensation des bourgeons ainsi que leurs fonctions et les stades auxquels ils interviennent au cours de la formation du bourgeon (Tableau 1). Il distingue les facteurs de croissance tels que BMPs, FGF2, TGFβ ayant des effets dans la prolifération et la croissance cellulaire, des molécules d’adhésion et de la matrice extracellulaire telles que fibronectine, N-cadhérine, N-CAM, Noggin, syndecane et tenascine impliquées dans l’initiation et l’adhésion, les gènes Hox comme Hoxa2, Hoxa-13, Hoxd-11, Hoxd-11-13 et les facteurs de transcription tels que cbfa-1, CFKH-1, MFH-1, osf-2, Pax-1 et 9, scleraxis, Prx-1 et 2, sox9 ayant un rôle dans la prolifération (Hall 2000).
Mécanisme moléculaire de la formation des membres
Le développement des membres se caractérise par l’existence de gradient de croissance proximodistal et d’une polarité antéropostérieure et dorsoventrale mettant en jeu de multiples voies de signalisation comme celles de SHH et des acides rétinoïdes, ainsi que des gènes du développement de type HOX (Zhu 2008). Dans un premier temps, les bourgeons s’allongent en deux segments proximal et distal séparé par un segment circulaire. Le segment distal s’aplatit en palette où s’identifient les rayons des doigts, après régression apoptotique du tissu intercalaire. Le segment proximal se divise à son tour en deux segments : à l’origine de l’avant et du bras ou de la cuisse et de la jambe. Une rotation de 90° des racines place les membres supérieurs en position latérale et les membres inférieurs en position antérieure. La croissance des membres est initiée par le mésoderme latéral (somatopleure) qui modifie l’ectoderme de surface en crête apicale, grâce à un facteur de croissance de la famille de FGF (FGF-3). L’activation de la crête apicale est suivie par la production d’un autre facteur de croissance de la famille des FGF qui maintient le tissu mésenchymateux sous-jacent indifférencié avec une capacité de mitoses intenses (zone de progression distale). L’extrémité proximale du bourgeon échappe à cet effet et entame la différenciation cartilagino-osseuse. Le développement de la polarité antéropostérieure des membres se fait aussi par des signaux inductifs (SHH ou des gènes HOX du groupe D) produits par le territoire mésoblastique postérieur du bourgeon des membres (zone polarisante) (Encha Razani 2010, Zeller 2010, Zeller 2009). Au cours des étapes initiales de mise en forme du squelette dans l’embryogenèse, l’agencement précis des différents éléments anatomiques est défini (Maes 2013).
De l’ébauche cartilagineuse à l’ossification endochondrale
Durant l’élongation des éléments squelettiques (Fig 4), les chondrocytes prolifèrent et forment deux subpopulations cellulaires qui se distinguent par leurs caractéristiques morphologiques et biochimiques. On distingue aux extrémités de l’os des chondrocytes arrondis à faible potentiel de prolifération et des chondrocytes à fort potentiel de prolifération organisés en colonnes au centre de l’os (Wuelling 2010; Long 2001; Kobayashi 2002; MacLean 2005). Les chondrocytes arrêtent de proliférer et se différencient en chondrocytes préhypertrophiques et hypertrophiques pour synthétiser la matrice extracellulaire et ensuite meurent par apoptose. L’augmentation de volume des chondrocytes hypertrophiques contribue significativement à l’élongation des éléments osseux (Mackie 2008, Mackie 2011).
Le tissu cartilagineux ou cartilage est formé d’un seul type cellulaire, les chondrocytes, répartis dans une MEC abondante et complexe. Les chondrocytes sont des cellules volumineuses, arrondies, situées dans de petites logettes que l’on appelle les chondroplastes. A l’état vivant, les chondrocytes emplissent complétement les chondroplastes. Les chondrocytes possèdent de nombreux récepteurs en particulier pour la GH (growth hormone), les vitamines A et D, la PTHrp (parathormone), les glucocorticoïdes et le oestrogènes. Les chondrocytes assurent la synthèse et la dégradation de tous les composants de la matrice extracellulaire cartilagineuse. La matrice extracellulaire (MEC) assure les propriétés mécaniques du tissu cartilagineux : déformabilité, compressibilité, élasticité. La MEC est composée d’eau (70 à 80% de son poids), de collagène en particulier de collagène II, de protéoglycanes qui sont principalement représentés par l’aggrécan, des glycoaminoglycanes (chondroïtine-sulfate et kératane-sulfate), des protéoglycanes sulfatés. Ces protéoglycanes sont associés à l’acide hyaluronique et à la COMP (Cartilage Oligomeric Matrix Protein). La MEC contient également des enzymes protéolytiques telles que les métalloprotéases matricielles et les aggrécanases qui permettent la dégradation de la matrice au cours de son renouvellement. Elle contient également des facteurs de croissance et des cytokines produites par les chondrocytes et/ou les synovites. Selon la richesse de la MEC en fibres de collagènes ou élastiques, on distingue trois types histologiques de cartilage: le cartilage hyalin, le cartilage fibreux ou fibro-cartilagineux et le cartilage élastique. Le tissu cartilagineux a la particularité d’être un tissu non vascularisé et non innervé. Gao et coll. résument par un schéma la composition de la MEC cartilagineuse (Fig 5). Il distingue les composants moléculaires tels que les protéoglycanes (héparane sulfate, chondroïtine sulfate et kératane sulfate), les polysaccharides non protéoglycanes (acide hyaluronique), les fibres (collagène, élastine), et les autres (fibronectine et lamine) et les cellules d’adhésion à la matrice extracellulaire les intégines (Gao 2014).
L’acide hyaluronique (HA) est un polysaccharide linéaire composé de l’alternance de résidus d’acide glucuronique (GlcA) et de N-acétyl glucosamine (GlcNAc), appartenant à la famille des glycoaminoglycanes. L’HA présente un fort poids moléculaire 5000 kDa (Fraser 1997). L’HA est présent au niveau de tout l’organisme et particulièrement au niveau de la peau et du squelette. Il est synthétisé au niveau de la membrane plasmique des cellules par une enzyme la hyaluronan synthase (HAS) qui utilise les UDP-monosaccharides cytosoliques (Yoshida 2000). Il existe chez les mammifères, trois types d’HAS, HAS1, HAS2 et HAS3 qui sont codés par les gènes Has1, Has2 et Has3 (Spicer 1998). Au niveau des cartilages, HAS2 est l’isoforme la plus largement exprimée (Recklies 2001). Des études montrent que la souris knock-out pour HA présente un sévère défaut au niveau des cartilages. De plus les souris knock-out pour HAS2 meurent in utero au cours de la gestation au stade E10, qui correspond chez la souris au stade de développement du squelette (Camenish 2000).
Processus de l’ossification endochondrale
Il existe différents types de cartilages classés en fonction de critères topographiques, moléculaires et fonctionnels. Lors de l’ossification endochondrale, c’est le cartilage de croissance ou de conjugaison qui intervient jusqu’à l’âge adulte dans la croissance des os.
Le cartilage de croissance est formé de l’épiphyse vers la métaphyse de quatre couches successives de chondrocytes (Kronenberg 2003):
– La couche germinale ou couche de réserve est une couche de stockage. Elle est composée de cellules de petite taille, disposées de façon éparse au sein d’une substance abondante. La division cellulaire est faible, et la vascularisation est d’origine épiphysaire.
– La couche de cellules sériées ou en colonnes est une zone d’allongement de l’os. Elle se compose de cinq à trente cellules empilées en colonnes. Les divisions cellulaires sont intenses au niveau des sommets. La vascularisation est riche et d’origine épiphysaire.
– La couche de cellules hypertrophiques correspond à la zone de maturation dans laquelle les chondrocytes se vacuolisent, les noyaux se fragmentent et la substance se raréfie.
– La couche de cellules dégénératives correspond à la zone d’ossification. Les chondrocytes hypertrophiques matures près du front de minéralisation dégénèrent et meurent par apoptose (rupture des chaines d’ADN et activation de caspases) laissant place à l’os (Gibson 1998, Adams 2002).
De nombreux facteurs extracellulaires solubles sont produits localement :
– Insulin-like growth factor (IGF1)
Le rôle de IGF1 en tant que médiateur local des effets de GH (growth hormone) dans le cartilage de croissance est bien documenté. En effet, des études récentes rapportent qu’un seul allèle de IGF1 est un déterminant majeur de petite taille chez le chien (Sutter 2007). IGF2 est exprimé dans le cartilage de croissance et est essentiel à la croissance du squelette lors de l’embryogenèse (DeChiara 1991). IGF1 et IGF2 ont un rôle majeur dans la prolifération des chondrocytes prolifératifs et/ou hypertrophiques, mais cette notion reste à l’heure actuelle en débat (Van der Eerden 2003). Des souris déficientes en récepteurs IGF1 présentent un déficit sévère de croissance (Baker 1993).
– Indian hedgehog (Ihh) est un facteur sécrété par les chondrocytes préhypertrophiques, qui stimule la prolifération des chondrocytes et inhibe les chondrocytes hypertrophiques (Bitgood 1995 ; St Jacques 1999 ; Vortkamp 1996). IHH stimule l’expression de PTHrp par les chondrocytes périarticulaires (Yang 2015). L’absence de signal de IHH entraîne une diminution de l’expression de PTHrp, entrainant une accélération de chondrocytes hypertrophiques (St Jacques 1999). Jemtland et coll. montrent que IHH est aussi exprimé dans les ostéoblastes en période périnatale chez la souris (Jemtland 2003). IHH et PTHrp forment une boucle d’autorégulation régulant le cartilage de croissance et le développement de l’os (St Jacques 1999; Van den Heuvel 1996).
– Parathyroid hormone-related peptide (PTHrp) est exprimé par les cellules périarticulaires (Bitgood 1995). PTHrp induit la prolifération des chondrocytes. Le récepteur PTH/PTHrp est une protéine Gs couplé à un récepteur. L’activation de Gs entraîne l’inhibition de PTHrp dans les chondrocytes hypertrophiques (Bastepe 2004). L’activation de Gs induit la production d’AMPc qui active la protéine kinase A (PKA). PTHrp stimule la phosphorylation de Sox9 dépendant de PKA (Schipani 2003). PTHrp inhibe l’expression de Runx2 qui stimule la formation de chondrocytes hypertrophiques.
– Le TGFβ (transforming growth factor beta) est un facteur de croissance de la famillle du TGF. TGFβ est impliqué dans de nombreux processus biologiques tels que la prolifération cellulaire, la différenciation, le développement embryonnaire, la cancérogenèse, la fonction immunitaire, l’inflammation et la cicatrisation. Chez les mammifères, il y a trois isotypes de TGFβ : TGFβ1, TGFβ2 et TGFβ3. TGFβ1 est exprimé par les chondrocytes préhypertrophiques et hypertrophiques au cours de la période embryonnaire. TGFβ 1 est également exprimé au niveau du périoste et de l’os mature (Minina 2005). TGFβ2 est exprimé par les chondrocytes préhypertrophiques et participe avec IHH à leur différenciation en chondrocytes hypertrophiques. On retrouve également du TGFβ2 à la jonction catilage-os (Minina 2005). TGFβ3 est exprimé au niveau du périoste et du périchondrium dans la couche cellulaire externe mais également au niveau des chondrocytes préhypertrophiques (Minina 2005).
– Les Bone morphogenic proteins (BMP) sont des membres de la superfamille de TGFβ (Transforming growth factor β). BMP7 est exprimé par les chondrocytes prolifératifs et BMP6 par les chondrocytes préhypertrophiques et hypertrophiques (Van den Heuvel 1996). Les BMPs assurent la prolifération des chondrocytes dans la plaque de croissance (Minina 2001; Yoon 2006). Certains auteurs décrivent également un rôle pour les BMPs dans la formation et la prolifération des chondrocytes hypertrophiques (Minina 2001; Yoon 2006; Grimsrud 1999; 2001). BMP induit l’expression de IHH.
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Table des matières
INTRODUCTION
1. REVUE GENERALE
1.1. Développement du squelette
1.1.1. Origine embryologique
1.1.2. Morphogenèse des membres
1.1.3. Mécanisme moléculaire de la formation des membres
1.1.4. De l’ébauche cartilagineuse à l’ossification endochondrale
1.1.5. Processus de l’ossification endochondrale
1.1.6. Processus de vascularisation
1.1.7. Le périoste et le périchondre
1.1.8. Processus de minéralisation
1.2. Développement de l’organe dentaire
1.2.1. Généralités
1.2.2. Embryologie
1.2.3. Processus physiologique de l’odontogenèse
1.2.4. Les différents tissus constitutifs de la dent
1.2.5. Processus de la dentinogenèse
1.2.6. Dentinogenèse imparfaite
1.3. Les dysplasies squelettiques les plus fréquentes
1.3.1. Définition
1.3.2. Données épidémiologiques
1.3.3. Etiopathogénie
1.3.4. Classification
1.3.5. Manifestations cliniques
1.3.6. Diagnostic
1.3.7 Traitement
1.4. Les Sphingolipides
1.4.1. Généralités
1.4.2. Métabolisme des sphingolipides
1.4.3. Sphingolipides : structure et fonction
1.4.3.1. La sphingomyéline
1.4.3.2. Le céramide
1.4.3.3. La sphingosine
1.4.3.4. La sphingosine-1-phosphate
1.4.3.5. Tableau de synthèse des lipides biactifs
1.4.4. Le rhéostat sphingolipidique
1.4.5. Les enzymes de la voie des sphingolipides
1.4.5.1. Les Sphingomyélinases
a-Sphingomyélinase acide
b-Sphingomyélinase alcaline
c-Sphingomyélinases neutres
Sphingomyélinase neutre de type 2
Structure
Localisation et mécanisme d’activation
1.4.5.2. Les Céramidases
a-Céramidases acides
b-Céramidase neutre
c-Céramidases alcalines
1.4.5.3. Les Sphingosines kinases
1.4.6. Les sphingolipides dans l’ostéochondrogenèse
1.5. Sphingolipides et os : phénotype des souris fro/fro et smpd3 KO
1.5.1. Souris fragilitas ossium (fro/fro)
1.5.1.1. Historique
1.5.1.2. Mutation smpd3
1.5.1.3. Phénotype de la souris fro/fro
1.5.1.4. Corrélation en physiopathologie humaine
1.5.2. Souris smpd3 knock-out
1.5.2.1. Historique
1.5.2.2. Mutation smpd3-/-
1.5.2.3. Phénotype de la souris smpd3 knock-out
1.5.2.4. Corrélation en physiopathologie humaine
1.5.3. Comparaison des modèles murins fro/fro et smpd3-/-
2. OBJECTIFS de l’ETUDE
3. MATERIELS et METHODES
3.1. Produits et réactifs
3.2. Animaux
3.3. Prélèvement d’embryons
3.4. Cultures cellulaires
3.4.1. Fibroblastes murins
3.4.2. Cellules souches mésenchymateuses murines
3.4.3. Cellules chondrocytaires costales murines
3.4.4. Cellules chondrocytaires de têtes fémorales murines
3.4.5. Cellules souches mésenchymateuses de lignée : C3H/10T1/2
3.4.6. Cellules pré chondrocytaires de lignée : ATDC5
3.4.7. Cellules pré ostéoblastes de lignée : MC3T3-E1
3.5. Colorations histologiques
3.5.1. Coloration Hématoxyline Eosine
3.5.2. Coloration Bleu Alcyan
3.5.3. Coloration Von Kossa
3.5.4. Coloration Rouge Alizarine
3.5.5. Coloration des squelettes Bleu Alcyan/Rouge Alizarine
3.6. Immunohistochimie
3.7. Immunocytochimie
3.8. Détection de l’apoptose par technique TUNEL
3.9. RT-PCR quantitative
3.10. Préparation et oxydation des LDL
3.11. Evaluation de la toxicité
3.11.1. MTT
3.11.2. Syto13/IP
3.12. Dosage des protéines
3.13. Western Blot
3.14. Transfection
3.15. Statistiques
4. RESULTATS EXPERIMENTAUX
4.1. Implication de la nSMase2 dans l’apoptose induite par la privation en nutriments
4.1.1. Sphingomyélinase et apoptose
4.2.2. Article
4.2.3. Discussion
4.2. Sphingomyélinase neutre et formation de l’os endochondral : Retard de différenciation et de maturation des chondrocytes chez la souris fro/fro
4.2.1. Accumulation de chondrocytes hypertrophiques et dysfonctionnement de l’apoptose dans les os longs des souris fro/fro nouveaux-nés
4.2.2. Le retard de maturation des chondrocytes hypertrophiques est associé à un défaut d’expression du facteur de différenciation Runx2 et de MMP13
4.2.3. Défaut d’expression du VEGF et absence de vascularisation de l’os endochondral chez le nouveau-né fro/fro
4.2.4. L’inhibition de la nSMase2 altère in vitro la différenciation et la maturation des cellules souches mésenchymateuses en chondrocytes
4.2.5. Le dysfonctionnement de l’apoptose de chondrocytes pré-hypertrophiques est associé à une diminution des marqueurs d’autophagie et une induction du stress du réticulum endoplasmique
Autophagie
ER stress
4.2.6. Rôle de HAS2 et de l’acide hyaluronique dans le défaut de différenciation des chondrocytes
4.2.7. Conclusion et perspectives
4.3. La mutation de la nSMase2 induit un phénotype campomélique chez la souris fro/fro
4.3.1. Dysplasie Campomélique et mutation du gène SOX9
4.3.2. Expression de Sox9 dans les os longs des souris fro/fro
4.3.3. Inhibition de la nSMase2 sur l’expression de Sox9 dans la différenciation des chondrocytes
4.3.4. Réversion partielle de la dysfonction de Sox9 par le C2-céramide perméant
4.3.5. Hypothèse mécanistique : L’inhibition de PP2A induit une dysfonction de la chondrogenèse
4.3.5.1. PP2A et chondrogenèse
4.3.5.2. Etude de l’inhibition de PP2A sur la différenciation des chondrocytes
5. DISCUSSION GENERALE et PERSPECTIVES
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE
