Détermination du pH du sol

L’écosystème désigne l’ensemble formé par une association ou communauté d’être vivant (ou biocénose) et son environnement biologique, géologique, édaphique, hydrologique, climatique, etc… Les éléments constituant un écosystème développent un réseau d’échange d’énergie et de matière permettant le maintien et le développement de la vie (Fischesser et Dupuis-Tate, 2007). La structure des écosystèmes, qui inclut la biodiversité, aussi les interactions interspécifiques et les facteurs abiotiques, influence le fonctionnement des écosystèmes, notamment la biomasse, la production, la stabilité et la résistance des écosystèmes aux invasions biologiques (Goudard, 2007).Ainsi, la relation entre diversité et biomasse, ou la relation entre diversité et résistance aux invasions biologiques, ont fait l’objet de nombreuses publications (Kinzig et al., 2002, Loreau et al., 2002, Hooper et al., 2005 notamment, pour des synthèses). Mais ce ne sont que des sous-relations de la relation structure – fonctionnement des écosystèmes.

Les écosystèmes procurent des bienfaits aux humains, la biodiversité joue un rôle important dans le fonctionnement des écosystèmes et dans les nombreux services qu’ils fournissent. Ces services comprennent le cycle des éléments nutritifs, le cycle de l’eau, la formation du sol, la pollinisation des plantes, la régulation du climat, ainsi que le contrôle des organismes nuisibles et de la pollution. Les écosystèmes terrestres sont des composantes essentielles de notre environnement; Ils évoluent selon leurs propres dynamiques bioécologiques. Il est indispensable à la vie qu’il abrite, et c’est en retour la vie biologique qui participe activement à sa formation (pédogénèse) à partir de la roche mère (Gobat et al., 2003).

La biodiversité est l’un des thèmes centraux des études en écologie. Elle correspond à la variabilité existante parmi les organismes vivants et les systèmes écologiques auxquels ils appartiennent, et peut être appréhendée à trois niveaux hiérarchiques d’organisation du vivant (Hawksworth, 1994) : la diversité au sein d’une espèce (diversité génétique), la diversité entre les espèces (diversité spécifique) et la diversité des communautés (diversité des écosystèmes). La diversité est, dans un contexte global, essentielle à la survie des espèces et à leurs adaptations spécifiques aux environnements. Elle joue un rôle fondamental dans les interactions biologiques, dans le fonctionnement des écosystèmes, et les grands équilibres de la planète. La biodiversité a un rôle essentiel au sein de la biosphère, car elle permet l’existence même des conditions favorables à la vie sur Terre. Chaque espèce interagit avec d’autres espèces et a une fonction précise dans l’écosystème. En outre, plus un écosystème contient un nombre d’espèces important, plus il est capable de faire face aux perturbations (Cardinale et al., 2012), notamment en raison de la diversité des réponses fonctionnelles des espèces et à la redondance écologique à l’intérieur même des écosystèmes.

Analyse du sol des deux sites d’étude 

Les deux sites d’étude ont fait l’objet d’un échantillonnage aléatoire, nous avons prélevé à l’aide d’une tarière Edelman cinq (5) carottes ou colonnes de terre non remaniée à une profondeur de 20cm. Sur une bâche propre, l’homogénéisation a été réalisée à la main, lors de cette opération nous avons écarté tous les éléments grossiers à savoir les feuilles, les cailloux, les racines et les coquilles d’escargots. Ensuite; chaque échantillon de terre est ensachée, étiquetée, puis transportée au laboratoire. Une fois arrivé au laboratoire les échantillons ont été séchés à l’air libre puis broyés dans un broyeur à 2mm (Mathieu et Pieltain, 1998).

Détermination du pH du sol

La méthode de détermination du pH utilisé dans notre travail est la potentiométrie à l’aide d’un pH mètre, cette méthode mesure l’activité des ions H+ plutôt que leur concentration, la mesure est effectuée dans une suspension en équilibre (Afnor, 1996). Ajouter 100ml d’eau distillée à 50g d’échantillon du sol à 2 mm de granulométrie, ensuite laisser le sol absorber la solution, mélanger pendant 10 secondes au moyen d’une tige de verre. Au cours des 30 minutes qui suivent, agiter la suspension 4 ou 5 fois. Après un repos de 30 minutes, mesurer le pH en plongeant l’électrode dans la suspension, la lecture est direct sur l’afficheur du pH-mètre.

Granulométrie

La méthode de l’hydromètre de Bouyoucos détermine les proportions physiques de 3 tailles de particules primaires du sol, par leur taux de sédimentation dans une solution aqueuse en utilisant un Hydromètre. Ces proportions sont représentées par un classement selon leur taille :
• le sable compris entre 2 à 0,05mm.
• le limon entre 0,05 à 0,002mm.
• l’argile ≤ 0,002mm.

L’emploi de l’hydromètre type ASTM 152 H est basé sur la température standard qui est de 20°C et la densité des particules qui est de 2,65g/cm3 et les unités sont exprimées également en g/l de sol (Afnor, 1996). La correction de la température et de la viscosité de la solution sont établies par la lecture du blanc. Ajouter à 40g de sol sec 100ml d’héxamétaphosphate de sodium 5%. La solution doit ensuite subir une agitation à grande vitesse pendant 16 heures. Une fois l’agitation terminée, transférer les échantillons dans des allonges de 1 litre puis ajuster à 1000ml avec de l’eau distillée, éventuellement les allonges sont placées dans un bac thermostatique à 20 °C. Le blanc est préparé, en utilisant 1litre de l’eau distillée et 25 ml d’héxamétaphosphate de sodium 5%. Après un temps de repos de deux heures à une température ambiante, introduire doucement l’hydromètre dans la suspension, la première lecture a été effectuée après 1 minute et 30 secondes ; et la deuxième lecture après 7 heures 45 minutes. La densité du blanc est mesurée au même temps que les échantillons.

Structure du sol

La pédofaune est longtemps restée méconnue, peut être en raison de sa taille souvent minuscule, de la multitude d’espèces en cause et de son manque apparent d’intérêt. Son étude n’a pris véritablement essor qu’à la fin du vingtième siècle lorsque l’objectif de la recherche était surtout de se débarrasser des ravageurs des cultures (Deprince, 2003). Le sol se développe lentement sous l’action du climat, de la végétation qui le recouvre, et des organismes qui le peuplent. Il existe donc une espèce de trilogie dont le membre influent réciproquement les uns sur les autres: climat, biome et sol.

Facteurs abiotiques

❖ La température: les variations se font selon un rythme saisonnier et un rythme journalier. Un sol humide est chaud qu’un sol sec et les écarts de température pour une profondeur donnée y sont moindres que dans un sol sec ; l’évaporation consécutive à une pluie provoque un abaissement de température dans les couches superficielles du sol (Coiffait, 1958). Ces variations de température ont des effets sur la faune, telle que la migration verticale à la recherche d’une température préférentielle.
❖ L’humidité: la faune hygrobiante qui n’exige que de l’humidité atmosphérique trouve en fait presque toujours une hygrométrie suffisante dans les cavités du sol, par contre la faune hygrobiante a besoin de l’eau liquide qui imbibe les canaux capillaires du sol. L’eau provenant de pluies entraîne par lessivage des substances nutritives qui déterminent dans les couches inférieures une augmentation du nombre des bactéries, puis de celui des moisissures et la reprise d’activité des formes enkystées. Par contre, d’autres animaux peuvent au contraire mourir ou être amenés à émigrer. Un facteur important qui concerne l’eau est l’aération. Dans les sols marécageux, la faune est beaucoup plus importante si l’eau n’est pas stagnante.
❖ La teneur en CO2 de l’atmosphère du sol : l’atmosphère du sol a une teneur en CO2 qui est plus élevée que celle de l’atmosphère épigée. Les animaux des couches superficielles résistent moins bien au CO2 que les organismes endogés.
❖ La porosité: elle détermine les modalités de circulation des fluides comme l’air et l’eau, mais aussi celle des animaux. La migration des animaux peut être entravée par l’étroitesse des pores. Les arthropodes des couches profondes sont généralement beaucoup plus grêles que les formes épigées. Les fouisseurs qui sont relativement indifférents à la porosité peuvent toutefois ouvrir des voies de migration à ceux qui sont incapables de fuir. Pour une bonne aération, une porosité moyenne semble suffisante.
❖ Autres facteurs: il existe cependant d’autres facteurs: la dispersion de la faune du sol que l’on se contente de citer: le degré d’acidité ou pH, le potentiel d’oxydo-réduction, la quantité de litières, la salinité des terres et la lumière.

Anatomie externe 

De répartition mondiale, les Myriapodes ont un corps segmenté comprenant neuf (9) à cent (100) segments abdominaux en fonction de l’espèce, et quatre (4) segments thoraciques, pourvus de nombreuses pattes (une à deux paires par segment). Au sein des Myriapodes, quatre groupes distincts sont reconnus, les mille-pattes au sens strict ou Diplopodes, les Chilopodes ou « cent-pattes» dans lesquels on retrouve les scolopendres, et enfin deux groupes de Myriapodes nains, les Pauropodes et les Symphyles. Les Chilopodes possèdent de longues antennes contrairement aux Diplopodes qui ont des antennes courtes mais surtout les Chilopodes ne possèdent qu’une seule paire de pattes sur chaque segment abdominal même si ces pattes peuvent être longues comme c’est le cas des Scutigères. Alors que la plupart des mille-pattes sont végétariens, les Chilopodes sont des prédateurs et chassent des proies. Ils possèdent à cet effet une série de griffes à proximité de la tête. Seuls les plus grands Chilopodes peuvent infliger des morsures dangereuses pour l’homme. Les deux autres groupes de Myriapodes, les Pauropodes et les Symphyles sont représentés par de petits animaux qui vivent dans la litière de feuilles mortes et l’humus ou dans le bois en décomposition. Les Myriapodes sont des invertébrés qui ont un corps segmenté, celui-ci comporte un squelette externe à base de chitine plus ou moins dure : L’exosquelette (Demange, 1981). Perrier (1970) ajoute que les Myriapodes possèdent des antennes et des mandibules comme les insectes, mais ils se distinguent aisément grâce à leurs corps non divisé (pas de nette séparation entre le thorax et l’abdomen).

Le grand myriapodologiste Brölemann (1930) relate que sous la dénomination de Myriapodes on comprenait autre fois des Arthropodes qui présentent en commun le caractère d’avoir un grand nombre de paires de pattes articulées. Il n’y a cependant pas lieu de nous arrêter aux caractères généraux de ce groupement, la notion ayant prévalu peu à peu qu’il est purement artificiel. Aussi les divers éléments de ce groupement ont-ils été dissociés et répartis en quatre Ordres aujourd’hui désignés sous les noms de: Diplopodes, Symphyles, Pauropodes et Chilopodes. Par ailleurs, la plupart des auteurs modernes ont prétendu qu’à l’intérieur de la classe des Myriapodes, ils n’y avaient aucune parenté étroite entre les quatre composants qui sont les ordres des Diplopodes, Chilopodes, Pauropodes et les Symphiles. Cependant, les travaux morphologiques récents ont mis en évidence un caractère commun à toute la classe de Myriapodes à savoir la diplopodie, donc l’hétérogénéité de cette classe est plus apparente que réelle.

Table des matières

1. Introduction
2. Matériel et méthodes
2.1. Présentation des sites d’étude
2.1.1. Site d’Annaba
2.1.2. Site de Tébessa
2.2. Analyse du sol des deux sites d’étude
2.2.1. Détermination du pH du sol
2.2.2. Granulométrie
2.2.3. Structure du sol
2.2.4. Facteurs abiotiques
2.3. Anatomie externe
A. Les Diplopodes
B. Les Chilopodes
2.4. Récolte du matériel biologique
2.4.1 Méthode d’échantillonnage
2.4.2. Conservation et Identification
2.4.3. Biologie des Myriapodes
2.4.3.1. Aperçu sur la systématique de la classe des Myriapodes
2.5. Anatomie interne
2.6. Toxicité environnementale et expérimentale
2.6.1. Présentation du matériel biologique
2.6.1.1. Scolopendra morsitans
2.6.1.2. Position systématique
2.6.1.3. Morpho-anatomie
2.6.1.4. Reproduction et Développement
2.6.1.5. Distinction sexuelle
2.6.1.6. Structure de l’appareil reproducteur femelle
2.6.1.7. Ovogénèse et Vitellogénèse
2.6.2. Morphométrie
2.6.2.1. Volume ovocytaire
2.6.2.2. Evaluation de l’indice gonadique
2.6.3. Traitement
2.6.3.1. Présentation de l’insecticide
2.6.3.2. Dose de traitement
2.6.3.3. Période de traitement
2.6.3.4. Prélèvement des tissus
2.7. Analyse biochimique
2.7.1. Extraction des métabolites ovariens
2.7.2. Dosage des métabolites ovariens
2.7.2.1. Dosage des protéines
2.7.2.2. Dosage des glucides
2.7.2.3. Dosage des lipides
2.7.3. Extraction et Dosage des Vitellogénines et des vitellines
2.7.3.1. Prélèvement hémolymphatique
2.7.3.2. Prélèvement de l’ovaire
2.7.3.3. Technique d’extraction
2.7.3.4. Dosage des vitellogénines et des vitellines
2.7.3.5. Détermination de la concentration en vitellogénines des échantillons biologiques
2.7.3.6. Détermination de la concentration en vitellines des échantillons biologiques
2.8. Analyse Ecotoxicologique
2.8.1. Dosage de l’acétylcholinestérase
2.8.2. Dosage de la glutation-S-transférase
2.9. Analyse histologique de l’ovaire des femelles de S. morsitans
2.10. Analyse statistique
3. Résultats
3.1. Analyse physico-chimique du sol
3.1.1. Analyse chimique du (pH) des stations d’échantillonnage
3.1.2. Analyse Granulométrique du sol des sites d’échantillonnage
3.1.3. Etude Climatique
3.2. Biodiversité des Myriapodes
3.2.1. Identification des Myriapodes dans les quatre stations d’étude
3.2.2. Inventaire des Myriapodes Identifiés
3.2.3. Inventaire des espèces de Myriapodes identifiées par site de récolte
3.2.4. Représentation graphique de l’inventaire des espèces de Myriapodes au niveau des deux sites d’étude
3.2.5. Évaluation des taux des deux ordres de Myriapodes en fonction des sites durant l’année d’étude
3.2.6. Inventaire des espèces de Myriapodes en fonction des stations de récolte
3.2.7. Distribution spatio-temporelle de l’espèce Scolopendra morsitans
3.3. Effets du stress environnemental sur les paramètres morphologiques
3.3.1. Evaluation du nombre d’ovocyte chez S. morsitans
3.3.2. Evaluation de la longueur ovocytaire (mm) chez S. morsitans
3.3.3. Evaluation de la largeur ovocytaire (mm) chez S. morsitans
3.3.4. Evaluation du volume ovocytaire (mm³) chez les femelles de S. morsitans
3.3.5. Evaluation de l’indice gonadique chez les femelles de S. morsitans
3.4. Analyse Biochimique
3.4.1. Dosage des métabolites au niveau de l’ovaire de S. morsitans provenant des deux sites d’étude
3.4.1.1. Evaluation des concentrations en protéines dans l’ovaire de S. morsitans récoltée au niveau des deux sites d’étude (Annaba et Tébessa)
3.4.1.2. Evaluation des concentrations en glucides dans l’ovaire de S. morsitans récoltée au niveau des deux sites d’étude (Annaba et Tébessa)
3.4.1.3. Evaluation des concentrations en Lipides dans l’ovaire de S. morsitans récoltée au niveau des deux sites d’étude (Annaba et Tébessa)
3.4.2. Analyse quantitative des vitellogénines et des vitellines chez S. morsitans récoltée au niveau des deux sites d’étude (Annaba et Tébessa)
3.4.2.1. Analyse quantitative des vitellogénines dans l’hémolymphe de S. morsitans récoltée au niveau des deux sites d’étude (Annaba et Tébessa)
3.4.2.2. Analyse quantitative des vitellines dans l’ovaire de S. morsitans récoltée au niveau des deux sites d’étude (Annaba et Tébessa
3.5. Analyse Ecotoxicologique
3.5.1. Effets du stress environnemental sur l’activité de l’acétylcholinestérase (AChE) chez les femelles de Scolopendra morsitans
3.5.2 Effets du stress environnemental sur la glutathion-s-transférase
3.6. Impact d’un analogue de l’hormone de mue le (RH-0345) sur plusieurs paramètres biométriques
3.6.1. Effets du RH-0345 sur le nombre d’ovocytes chez les femelles de S. morsitans
3.6.2. Effets du RH-0345 sur la longueur ovocytaire (mm) chez les femelles de S. morsitans
3.6.3. Effets du RH-0345 sur la largeur ovocytaire (mm) chez les femelles de S. morsitans
3.6.4. Effets du RH-0345 sur le volume ovocytaire moyen (mm3) chez les femelles de S. morsitans
3.6.5. Effets du RH-0345 sur l’indice gonadique chez les femelles de S. morsitans
3.7. Effets du RH-0345 (Halofénozide) sur les métabolites ovariens de S. morsitans récoltée au niveau des deux sites d’étude (Annaba et Tébessa)
3.7.1. Évaluation des concentrations ovariennes en protéines chez les femelles témoins et traitées au RH-0345 de S. morsitans récoltées au niveau des deux sites d’étude
3.7.2. Évaluation des concentrations ovariennes en glucides chez les femelles témoins et traitées au RH-0345 de S .morsitans récoltées au niveau des deux sites d’études
3.7.3. Évaluation des concentrations ovariennes des lipides chez les femelles témoins et traitées au RH-0345 de S .morsitans récoltées au niveau des deux sites d’étude
3.8. Effets du RH-0345 sur les concentrations des vitellogénines et des vitellines chez les femelles de Scolopendra morsitans récoltées au niveau de la station de (Dréan et Birelater)
3.8.1. Effets du RH-0345 sur les concentrations des vitellogénines en µg/µl d’hémolymphe chez les femelles témoins et traitées au niveau des deux sites d’étude Dréan et Bir-elater
3.8.2. Effets du RH-0345 sur les concentrations des vitellines (µg/mg d’ovaire) chez les femelles témoins et traitées au niveau des deux stations d’étude Dréan et Bir-elater
3.9. Effets du RH-0345 sur l’activité des biomarqueurs
3.9.1. Effets du RH-0345 sur l’activité spécifique de l’AChE chez les femelles de S. morsitans
3.9.2. Effets du RH-0345 sur l’activité de la GST chez les femelles de S. morsitans
3.10. Etude histologique
3.10.1. Etude histologique de l’ovaire de la femelle de S. morsitans récoltée à partir du site de référence (Bouhadjar) durant la saison de reproduction printanière
3.10.2. Mensurations de l’ovocyte mature à partir des coupes histologiques
3.10.3. Mensurations de la longueur et de la largeur ovocytaire (µm) chez S. morsitans.
3.10.4. Evaluation du volume ovocytaire (µm) chez S. morsitans
3.10.5. Evaluation de l’épaisseur de l’épithélium folliculaire (µm) de l’ovocyte mature chez S. morsitans
4. Discussion
5. Conclusion

Lire le rapport complet