Soutenance mémoire
Ânesse
Quant à l’ânesse, le cycle œstral dure 26 (23 à 30) jours. L’activité sexuelle saisonnière est relativement peu marquée mais sans véritable anœstrus comme chez la jument. Dans ce cycle, le dioestrus occupe en moyenne les 18 premiers jours (14 à 22) et l’œstrus les 8 jours restants et l’ovulation survient le dernier jour dans 51% des cas (CHABCHOUB et al., 2007). Lorsque l’ânesse est en chaleur, les signes prédominants sont : le mâchonnement allant jusqu’à la salivation et l’acceptation du chevauchement par les autres femelles du troupeau. La gestation est plus longue que chez la jument, soit 372 à 374 en moyenne passant parfois les 400 jours, au terme de laquelle les signes annonciateurs de la mise bas sont exprimés. Les gestations gémellaires sont difficilement menées à terme (CHABCHOUB et al., 2007). Chez l’ânesse comme chez la jument des chaleurs réapparaissent 5 à 13 jours après la mise bas, qui peuvent être mise à profit pour une nouvelle saillie et dans ce cas l’ânon sera sevré idéalement entre 6 et 7 mois (LAGARDE, 2010).
Contraintes liées à l’élevage des ânes
Du fait de leur rusticité et résistance aux conditions naturelles et aux maladies, les ânes sont délaissés en termes de soins vétérinaires et de bien-être animal. Pourtant, les ânes sont sensibles à de nombreuses pathologies infectieuses et parasitaires. Les récents épisodes de grippe équine en 2004, 2010 et 2011 ont engendré une mortalité importante des ânes, mais malheureusement aucune étude de l’impact de la maladie n’a été entreprise. Les ânes sont maltraités soit par les coups de fouets des utilisateurs, les mauvais harnachements et les cordes utilisées pour limiter leur mouvement. Ces lésions traumatiques fréquentes exposent les ânes au tétanos. Pour améliorer le bien-être des ânes et en limiter les blessures par le matériel de harnachement, la SPANA fait la promotion du matériel de harnachement adapté à l’attelage de charrettes asines (Figure 2).
Transaminases
Les enzymes utilisées dans l’évaluation de la fonction hépatique sont : l’alanine aminotransférase (ALAT) appelée aussi transaminase glutamopyruvique (TGP) et l’Aspartate aminotransférase (ASAT) appelée transaminase glutamo-oxalo-acétique (TGO). L’ALAT est une enzyme spécifique de l’hépatocyte. Une augmentation de l’activité sérique au double voir au triple sous-tend une cytolyse hépatique récente notamment de processus infectieux ou inflammatoire localisé, de troubles du drainage veineux, de médicaments ou d’une fièvre (SOW, 2012). Pour son interprétation il est important de le combiner avec celle de l’ASAT. L’ASAT est localisée dans le cytosol, mais aussi dans les mitochondries où elle est plus concentrée. Elle n’est pas spécifique d’organe car son activité est élevée dans les muscles striés squelettiques et cardiaques, le foie ainsi que dans les tissus dont les érythrocytes (CORNELIUS et al, 1959). Une augmentation de l’activité sérique de l’ASAT est considérée comme un état inflammatoire, traumatique ou dégénérescence des tissus qui en sont riches. L’ASAT est un indicateur sensible mais non spécifique de la souffrance musculaire chez les équidés surtout.
Magnésium
Le magnésium est un cofacteur essentiel de nombreuses enzymes. Sa répartition est approximativement 60% dans les tissus osseux, 38% dans les tissus mous et 1 à 2 % dans le milieu extracellulaire. Sa concentration dans le liquide extracellulaire est d’abord contrôlée par son excrétion rénale. De la même manière que le calcium, le magnésium plasmatique existe sous trois formes : lié à des protéines (principalement l’albumine), complexé à des anions de petite taille (lactate, phosphate), et ionisé qui est la forme physiologiquement active. Chez les équidés, la forme ionisée représente environ 60% du magnésium sérique total (LOPEZ et al., 2006). Le magnésium intervient dans le fonctionnement de la pompe Na+/K+ATPase, dans la régulation des pompes du calcium et du potassium, dans la transmission neuromusculaire et dans de nombreux processus enzymatiques et hormonaux. Une hypomagnésémie se traduit par des signes cliniques comparables à ceux de l’hypocalcémie et entraine le plus souvent une hypocalcémie, car la sécrétion de parathormone est magnésium dépendant. Une hypermagnésémie est fréquente lors de l’insuffisance rénale, mais il semble qu’elle soit bien tolérée par l’organisme et l’augmentation de sa concentration entraine rarement une perturbation clinique évidente (MARSHALL et BANGERT, 2005).
Principe du dosage des protéines totales
Le dosage des protéines totales du sérum se fait selon la réaction de biuret. Les protéines présentes dans l’échantillon réagissent avec les ions en milieu alcalin pour donner un complexe de couleur violette quantifiable par spectrophotomètre à 545 nm.
Electrophorèse des protéines sériques sur gel d’agarose
Le principe de l’électrophorèse des protéines sériques est basé sur le caractère amphotère des acides aminés et la mobilité électrophorétique. Le caractère amphotère est la capacité d’ionisation des particules en fonction du pH. En effet, en milieu acide, les acides aminés captent des protons (H+) et deviennent des cations et en milieu basique, ils libèrent les protons et deviennent des anions. La mobilité électrophorétique est la migration des particules en fonction de leur charge. Ainsi les cations (ions positifs) migrent vers le pôle négatif (cathode) et les anions (ions négatifs) migrent vers le pôle positif (anode). Cependant la migration est directement proportionnelle à la charge et inversement proportionnelle à la masse. Le protocole utilisé est celui décrit par le fabriquant. Après la mise en place du matériel de manipulation et la préparation convenable des différentes solutions (solution de migration, de coloration et de décoloration) on dépose 10 µl de sérum dans chaque puits de l’applicateur, 120 µl d’eau sur la plaque du porte applicateur pour l’humidifier avant de placer convenablement le gel. Le gel est ensuite placé dans la cuve de migration, la face du gel vers le tampon (solution de migration) puis on branche la cuve au générateur de courant continu mis en marche. L’intensité du courant doit être de 12 mA par gel. La migration se déroule en 22 minutes. Le gel récupéré est placé à 80°C pendant au moins 10 minutes pour la fixation et le séchage dans l’incubateur sécheur. Après avoir séché et fixé, le gel est coloré dans une succession de trois bains. Cette étape est suivie du séchage du gel à 80°C sous un air chaud dans l’incubateur sécheur et la lecture au densitomètre PROG HYDRGEL PROTEINE b1-b2. Afin de contrôler la qualité de la manipulation, un sérum de contrôle est utilisé.
Valeurs moyennes des paramètres biochimiques des ânes du Mali
A part les valeurs moyennes du glucose et de alpha-2 globulines, toutes les valeurs moyennes des autres paramètres biochimiques étaient très proches des valeurs de références établies pour les ânes du Burkina Faso, du Sénégal, d’Europe, d’Amérique latine et celle du Moyen-Orient (SOW et al., 2012; KABORE, 2014 ; ROAMBA, 2014 ; FRENCH et al.,1995; MORI et al., 2003; AL-BUSADAH et HOMEIDA, 2005). La valeur moyenne du glucose des ânes du Mali était en deçà des valeurs des ânes Burkinabés (KABORE, 2014), Sénégalais (ROAMBA, 2014), Ethiopiens (TESFAYE et al., 2012) , Européens (FRENCH et al., 1995 ; PITEL et al., 2006 ; JORDANA et al., 1998 ; GUPTA et al.,1994), Américains (ZINKL et al., 1990), Latino-américains (MORI et al., 2003) et du Moyen-Orient (AL-BUSADAH et HOMEIDA, 2005 ; NAYERI et al., 1978). La baisse de ce paramètre chez les ânes du Mali pourrait être d’origine alimentaire. Le niveau de glucose sérique est principalement lié à l’alimentation bien que certaines facteurs comme le stress peut contribuer à sa diminution (MORI et al., 2003). La valeur élevée d’alpha2 globulines des ânes du Mali était supérieure à celle des ânes Brésiliens (CAVALCANTE et al., 2012). La hausse d’alpha-2-globuline pourrait se justifier par le fait que la majorité des animaux étaient maigre. Une élévation de cette fraction des globulines pourra traduire une inflammation aiguë (ZABRE, 2013).
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Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE
CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES ANES
1.1. Historique
1.2. Classification des équidés
1.3. Races d’ânes en Afrique de l’Ouest
1.4. Identification des ânes
1.4.1. Signalement codifié
1.4.2. Signalement graphique
1.4.3. Dentition et détermination de l’âge
1.4.4. Note d’état corporel
1.5. Physiologie de la reproduction
CHAPITRE II : ELEVAGE DES ASINS AU MALI
2.1. Aperçu sur le Mali
2.1.1. Démographie
2.1.2. Relief
2.1.3. Hydrographie
2.1.4. Elevage au Mali
2.2. Répartition des ânes au Mali
2.3. Elevage de l’âne au Mali
2.3.1. Habitat
2.3.2. Alimentation
2.3.4. Contraintes liées à l’élevage des ânes
2.4. Importance socio-économique des asins au Mali
2.4.1. En milieu rural
2.4.1.1. Transport de charge
2.4.1.2. Culture attelée
2.4.3. Autres utilisations
CHAPITRE III: BIOCHIMIE CLINIQUE DES ANES
3.1. Exploration des paramètres biochimiques
3.1.1. Exploration hépatique
3.1.1.1. Protéines totales
3.1.1.2. Transaminases
3.1.2. Exploration rénale
3.1.2.1. Créatinine
3.1.2.2. Urée
3.1.3. Paramètres énergétiques et de l’équilibre minéral
3.1.3.1. Cholestérol
3.1.3.2. Calcium
3.1.3.3. Phosphore
3.1.3.4. Magnésium
3.1.3.5. Glucose
DEUXIEME PARTIE
CHAPITRE I: MATERIEL ET METHODES
1.1. Site de l’étude
1.2. Matériel
1.2.1. Matériel de terrain
1.2.2. Matériel de laboratoire
1.3. Echantillonnage
1.4. Analyses biochimiques
1.4.1. Principe du dosage des protéines totales
1.4.2. Principe du dosage de l’albumine
1.4.3. Principe du dosage de l’urée
1.4.4. Principe du dosage du glucose
1.4.5. Principe du dosage de la créatinine
1.4.5. Principe du dosage du calcium
1.4.6. Principe du dosage du phosphore
1.4.7. Principe du dosage du magnésium
1.4.8. Principe du dosage du cholestérol
1.4.9. Principe du dosage de l’ASAT/TGO
1.4.10. Principe du dosage de l’ALAT/TGP
1.4.11. Electrophorèse des protéines sériques sur gel d’agarose
1.5. Analyse statistique
CHAPITRE II: RESULTATS ET DISCUSSION
2.1. Résultats
2.1.1. Caractérisation de la population d’étude
2.1.2. Valeurs moyennes des paramètres biochimiques des ânes du Mali
2.1.3. Variation des paramètres biochimiques selon le sexe
2.1.4. Variation des paramètres biochimiques selon les classes d’âges
2.1.5. Variation des paramètres biochimiques en fonction de la NEC
2.2. Discussion
2.2.1. Caractérisation de la population d’étude
2.2.2. Valeurs moyennes des paramètres biochimiques et leurs variations
CHAPITRE III: RECOMMANDATIONS ET PERSPECTIVES
3.1. Recommandations
3.1.1. Aux propriétaires d’ânes
3.1.2. Aux vétérinaires
3.1.3. Aux chercheurs
3.1.4. A l’Etat Malien
3.2. Perspectives
CONCLUSION GENERALE
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