Détection des proliférations d’algues et de cyanobactéries

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Détection des proliférations, analyse des cyanobactéries

Détection des proliférations d’algues et de cyanobactéries

L’observation directe d’un hydrosystème est le moyen le plus simple de détecter une prolifération de cyanobactéries.
La couleur de l’eau (coloration anormale ou variation de la coloration sur une période courte, de l’ordre de quelques jours) et l’aspect de la surface (accumulation de biomasse sous forme d’amas ou de film en surface) peuvent signaler une prolifération phytoplanctonique, éventuellement due à des cyanobactéries. Une coloration rouge ou vert-bleue est souvent assez spécifique du développement de cyanobactéries. Cependant, des proliférations en profondeur peuvent avoir lieu en l’absence de tout changement visible dans l’hydrosystème et la modification significative de couleur ne peut apparaître que très tardivement par rapport à la dynamique des proliférations.

Surveillance de paramètres indirects in situ:

La significativité de ces paramètres par rapport aux proliférations phytoplanctonique repose principalement sur l’observation d’une variation du signal mesuré sur une période courte, de l’ordre de quelques jours, ou au cours de la journée, en lien avec la physiologie de ces organismes. Ils impliquent donc, pour être utilisables, des mesures quotidiennes voire pluriquotidiennes. Cette contrainte est compensée, pour certains paramètres, par la disponibilité de capteurs en continu. Aucun des paramètres décrits ci-dessous ne permet une détection spécifique des cyanobactéries.

Paramètres physiques:

Ce sont des outils indicateurs de modifications des écosystèmes pouvant être en relation, entre autres, avec des évolutions des biomasses d’algues et de cyanobactéries.

Transparence:

Les proliférations algales ou de cyanobactéries peuvent limiter la transparence de l’eau, ce qui constitue un signal d’alerte, en particulier sur un site ayant déjà été l’objet d’une prolifération de cyanobactéries.
 Annexes
La transparence de la colonne d’eau est mesurée à l’aide d’un dispositif intitulé « disque de Secchi
» divisé en secteurs blancs et noirs que l’on immerge (figure J – Livret couleur). La transparence est exprimée par la profondeur à laquelle il n’est plus possible de discerner les secteurs blancs des secteurs noirs du disque. On peut parler de variation de la transparence si une différence de 20 à 30 cm est observée entre deux mesures. Cette méthode n’est pas normalisée, même si l’outil est largement utilisé en limnologie. D’emploi aisé et très économique, cette méthode est adaptée à une surveillance de routine quotidienne de la transparence. Cette mesure de la transparence permet aussi d’évaluer la zone euphotique dans laquelle se développe le phytoplancton en multipliant la valeur mesurée par 2 et constitue, de ce fait, un bon indicateur de la zone d’échantillonnage.

Turbidité:

La turbidité est basée sur la mesure de la lumière réfléchie par des particules en suspension dans la colonne d’eau et sa valeur augmente globalement en relation avec le nombre de ces particules. Celles ci peuvent être minérales ou organiques, et constituées par des microorganismes, dont le phytoplancton.

Paramètres chimiques:

Pour ces paramètres liés au métabolisme basal du phytoplancton, les variations informatives sont celles qui sont observées entre le jour, où la photosynthèse est active, et la nuit, où la respiration est prépondérante . En pratique, la mesure de la situation nocturne peut être réalisée en début de matinée, celle de la période photosynthétique étant réalisée entre 12 h et 18 h.
Ces paramètres sont indicatifs de la présence d’une prolifération, dont les effets dépassent le bruit de fond du milieu. Ils ne sont pas nécessairement assez sensibles pour identifier le début d’une dynamique de prolifération.:

Oxygène:

L’oxygène produit par les organismes photosynthétiques est un bon indicateur de l’activité métabolique et de la quantité de biomasse présente. Il est produit en quantité importante pendant la journée avant d’être consommé par la respiration des microorganismes, des végétaux et des animaux aquatiques pendant la nuit. Par conséquent, l’amplitude des variations circadiennes de la concentration en oxygène peut donner une indication sur la présence et l’importance d’une prolifération.
 Annexes
La variable mesurée est soit la concentration en oxygène exprimée en mg.L-1,soit le pourcentage de la saturation en oxygène. La solubilité de l’oxygène dépend principalement de la température de l’eau et doit donc être mesurée sur site à l’aide des oxymètres de terrain manuel ou en continu. Plus les oscillations journalières deviennent amples et plus la production phytoplanctonique est élevée. Toutefois, elle peut être induite par d’autres organismes phytoplanctonique que les cyanobactéries.

pH:

Dans les eaux faiblement minéralisées, le pH peut évoluer de une à parfois plus de 2 unités dans la journée, en relation avec la photosynthèse et la respiration de la biomasse.
La grandeur informative de la présence d’une prolifération est l’amplitude de sa variation circadienne. Elle dépend de l’activité photosynthétique, du pouvoir tampon de l’eau et de son pH naturel. Une règle simple suggère que les variations sont significatives, dans un milieu peu tamponné, à partir de 0,5 unités pH pour des analyses réalisées sur le terrain.

Surveillance des populations phytoplanctoniques:

Il est aussi possible de surveiller des paramètres plus spécifiquement liés aux communautés des organismes photosynthétiques, voire aux cyanobactéries.

Dosage de la chlorophylle a:

La quantité de chlorophylle a est corrélée à la biomasse vivante des organismes photosynthétiques (algues et cyanobactéries). Comme pour d’autres paramètres, la stratégie d’échantillonnage joue un rôle très important pour l’interprétation et l’analyse de la situation d’un site.
Il existe deux méthodes normalisées pour le dosage de la chlorophylle a :la spectrophotométrie après extraction à l’acétone à 90 % (Afnor T90-117) et la chromatographie liquide haute performance ou CLHP (Afnor T90-116).
La mesure par spectrophotométrie peut être pratiquée sur site à condition de disposer d’un appareillage spécifique, mais les analyses de référence par CLHP sont menées en laboratoire. Compte tenu de la sensibilité de ces méthodes, il est possible de les utiliser pour détecter des proliférations phytoplanctoniques à un stade précoce et pour suivre la dynamique de la prolifération. En revanche, la chlorophylle a n’est pas spécifique des cyanobactéries et leur teneur cellulaire moyenne est souvent inférieure à celles des micro-algues. Une diminution de la concentration de l’eau en chlorophylle a peut donc masquer le remplacement d’une communauté algale par une prolifération de cyanobactéries. Ce phénomène écologique de succession saisonnière de communautés est fréquent. Il convient donc de mettre en œuvre des moyens spécifiques aux cyanobactéries pour compléter l’information fournie par la mesure de la chlorophylle a.

Analyse de la fluorescence pigmentaire:

Grâce aux différences existant dans la composition pigmentaire des différents microorganismes photosynthétiques, il est possible de qualifier et de quantifier les cyanobactéries par analyse de la fluorescence émise par les cellules excitées par stimulation lumineuse.
Deux types de sondes submersibles basées sur ce principe sont actuellement commercialisées :
• la première, mise sur le marché en 2002, permet de distinguer les différentes classes de microorganismes photosynthétiques (chlorophycées, diatomées, cyanobactéries, cryptophycées) par la mesure de l’émission de fluorescence à 680 nm, caractéristique de la chlorophylle a, après excitation à des longueurs d’onde spécifiques des différents types de pigments accessoires (Beutler et al.2002).L’information recueillie est traitée par un logiciel qui fournit une estimation de la quantité (exprimée en µg.L-1 d’équivalent chlorophylle a) des différentes classes de microorganismes photosynthétiques présents. Ces estimations sont présentées sous la forme d’un profil vertical de distribution dans la colonne d’eau puisque la sonde est aussi équipée d’un capteur de pression (et également d’un capteur de température), la seconde, mise sur le marché en 2004, est dédiée aux cyanobactéries puisqu’elle repose uniquement sur l’excitation de la phycocyanine qui est le pigment bleu des cyanobactéries. Ses résultats sont exprimés en µg.L-1de phycocyanine. À l’heure actuelle, aucune étude publiée ne permet de connaître les avantages et les limites de cet outil.
Ces méthodes, qui sont encore en cours de validation, sont prometteuses car elles pourraient permettre à terme de s’affranchir des difficultés actuelles rencontrées pour le suivi des cyanobactéries. En effet, à la différence des comptages au microscope, l’estimation de la quantité et de la distribution dans la colonne d’eau des cyanobactéries est très rapide (quelques minutes) ce qui autorise un suivi en plusieurs points d’un plan d’eau lorsque cela est nécessaire (distribution non homogène des cyanobactéries). Enfin ces méthodologies peuvent être utilisées pour le suivi des cyanobactéries benthiques dont l’échantillonnage était jusqu’ici très difficile à réaliser. Des dispositifs similaires basés sur l’analyse pigmentaire sont aussi actuellement développés sous la forme de stations fixes plus adaptées au suivi de la qualité des eaux en entrée d’usine de traitement des eaux d’alimentation (Beutler et al. 2002)

Détection à distance:

Les cellules algales absorbent certaines longueurs d’ondes en réponse à l’excitation par la lumière solaire. Certains satellites d’observation (SeaWIFS, Envisat) sont équipés de dispositifs d’enregistrement des ondes émises à la surface de la terre et restituent des images dont des processus de traitement adaptés extraient des informations quantitatives sur les formations végétales aériennes ou aquatiques. L’analyse de séries temporelles d’images peut permettre la détection des proliférations superficielles. Le problème principal est la résolution(1,1 à 4,5 Km pour SeaWIFS) qui fait que ces dispositifs sont destinés à évaluer des aires étendues : milieu marin ou grands lacs. Avec l’évolution des technologies, les images pourraient servir à la quantification précoce des proliférations, mais sous réserve d’une organisation de l’achat des images et de leur traitement, inenvisageable au niveau d’un site particulier.

Le barrage de Ain Dalia:

Le barrage d’Ain Dalia est situé dans la wilaya de Souk-Ahras à une dizaine de kilomètres au sud de la ville de Souk-Ahras (fig .1) ; Il a une capacité totale de 82 millions de m3 ; il alimente en eau potable et industrielle la région de Souk-Ahras ainsi que celle de l’Ouenza et El Aouinet (Wilaya de Tébessa).
Ce barrage est alimenté par l’ oued Medjerda qui prend sa source au pied du mont Ras El Alia (1317m) et se jette dans la méditerranée après avoir traversé la Tunisie. Le haut bassin versant de ce fleuve a une forme quadrilatère d’une superficie de 193 Km2, il est situé à une altitude moyenne de 890m ; l’eau coule au centre d’une gouttière encadrée de longs reliefs orientés Nord – Est, Nord – Ouest culminant entre les niveaux 100 et 1300m.
Les principaux affluents de l’Oued Medjerda Sont :
– Oued Chouk d’une longueur de 31,6 Km (Commune de Dréa).
– Oued Djedra d’une longueur de 36,1 Km (Commune de Souk-Ahras)
– Oued Berriche d’une longueur de 21 Km (Commune de Ouillen)
– Oued Guenem d’une longueur de 28,2Km (Commune de Khedara)
– Oued El Roul d’une longueur de 12,6 Km (Commune de Ouled-Moumen)

Echantillonnage

Pour la réalisation de cette étude, nous avons retenu deux sites d’échantillonnage :
– Le site 1, est situé dans la retenue d’eau du barrage, à 15 Km au Nord de la digue ; l’eau prélevée est considérée comme une « eau non traitée « (eau brute)
– Le site 2, est localisé hors de la retenue ; l’eau est prélevée à partir d’un robinet servant à l’alimentation de la population ; de ce fait, cette eau est considérée comme « eau traitée ».
 Pour la réalisation de l’étude qualitative des cyanobactéries, les prélèvements sont effectués à l’aide d’un filet à plancton de 20µm de vide de maille muni d’un collecteur (fig.2). Cette opération consiste à filtrer l’eau de surface (à 20 cm en dessous de la surface de l’eau) puis à transférer le contenu du collecteur dans un flacon en verre ombré contenant 5ml de formol à 10%.
 L’échantillonnage destiné à l’étude quantitative est effectué à l’aide d’une bouteille; l’opération consiste à prendre 1,5 litres d’eau de surface et à laisser décanter 100 ml pendant 6h et plus avant de procéder au comptage des organismes présents.

Identification et comptage des cyanobactéries récoltées :

٭ La détermination des genres de chaque récolte est réalisée par l’observation sous microscope optique des caractères morpho- anatomiques suivant (Bourrelly, 1985; Michel, 1987; Couté, 1995) :
 La structure de la micro algue (cellulaire ou filamenteuse).
 La forme de la colonie ou du trichome.
 La taille et la couleur.
٭ Le dénombrement des cyanobactéries se fait comme suit :
 ajouter 5 ml de Lugol à 10 ml de l’échantillon. Le fixateur tue les algues, les alourdit (ce qui facilite leur sédimentation) et permet leur conservation pendant plusieurs mois.
 Homogénéiser les échantillons d’eau fixés, par agitation du flacon.
 Prélever un sous échantillon (Le volume est choisi en fonction de la densité algale) et le déposer dans une chambre à sédimentation.
 Observer à l’aide d’un microscope optique
 Compter les algues rencontrées sur les parcours horizontaux effectués sur toute la longueur de la bande ; Cette opération est répétée plusieurs fois (3 à 5 observations). Le comptage ne concerne pas l’ensemble de la surface de la chambre, mais seulement une « sous chambre » de superficie connue (fig .3).
 Déterminer la densité algale de l’échantillon par :
 Le calcul de la superficie de la chambre de comptage : S = L × La ; (S : superficie mm2, L : longueur de la chambre de comptage en mm, La : largeur de la chambre de comptage en mm).
 Le calcul de la superficie de la sous chambre : s = l × la ; (s : superficie mm2, l : longueur en mm, la : largeur en mm).
 Le calcul du nombre de cellules dans toute la chambre : D = Ss × n ;
D : Densité des individus dans toute la chambre de comptage,
n : Nombre des individus dans la sous chambre.

Dosage de l’Azote Nitrique (les Nitrate NO3) :

L’ion nitrate est la forme oxydée stable de l’azote en solution aqueuse ; cet ion ne présente pas de faculté de complexation ou d’adsorption. Il entre dans le cycle de l’azote comme support principal de la croissance du phytoplancton. Il est ensuite régénéré à partir des formes organiques, par les bactéries. Lorsque la vitesse de régénération devient inférieure à la vitesse d’utilisation, les ions nitrates deviennent un facteur limitant de la croissance des algues.
Cette méthode est basée sur le dosage des ions NO2- obtenus par réduction quantitative (>95%) des ions NO3-. La réduction est effectuée par passage de l’échantillon sur une colonne de cadmium traité au cuivre (Wood et al., 1967).
Mode opératoire
 Ajouter, à 100 ml d’eau de l’échantillon, 2 ml de NH4Cl concentrée.
 Verser 50 ml d’eau de l’échantillon, dans la colonne, pour éliminer le risque d’interférence entre les échantillons.
 Verser, ensuite le reste de l’eau de l’échantillon dans la colonne et rejeter les 30 premiers ml.
 Rincer une éprouvette graduée avec quelques ml de la solution passée par la colonne puis récupérer 50ml de l’éluant.
 Procéder ensuite selon le même mode opératoire comme pour le dosage des NO2-.
 Lire l’absorbance à la longueur d’onde λ = 543 nm.
NB : La préparation du Cadmium et le montage de la colonne sont détaillés en annexe 1.

L’Azote ammoniacal total ( N-NH3 + N-NH4+):

L’azote ammoniacal est présent sous deux formes en solution, l’ammoniac NH, et l’ammonium NH,- dont les proportions relatives dépendent du pH, de la température et de la salinité. Dans les eaux marines et estuariennes, l’ammonium est prédominant, c’est pourquoi ce terme est souvent employé pour désigner l’azote ammoniacal.
Comme la forme NH3 est la plus toxique pour la vie aquatique, les concentrations d’azote ammoniacal peuvent s’élever à plusieurs dizaines de micromoles par litre sans que le seuil de toxicité soit atteint, si le pH et la température restent dans certaines limites.
L’azote ammoniacal provient des excrétions animales et de la décomposition bactérienne des composés organiques azotés. Il est utilisé par le phytoplancton comme source d’azote et oxydé par les bactéries nitrifiantes.
Les concentrations sont très variables en fonction du lieu et de la saison :
 En eaux côtières non polluées et en milieu océanique, les concentrations sont généralement inférieures à 1 µmol.l- .
 Les eaux profondes ne contiennent pas d’ammonium, celui-ci ayant été oxydé ; Excepté en milieux anoxiques ou Koroleff (1976) rapporte, en mer Noire, des concentrations proches de 100 µmol.l-‘.
 Dans les estuaires les concentrations augmentent traduisant ainsi l’influence des rejets urbains ou agricoles. Lorsque l’on se rapproche des émissaires urbains. Les concentrations peuvent atteindre plusieurs dizaines de micromoles/l. L’ammonium devient dans ces conditions un bon traceur de la pollution urbaine.
 Principe
La méthode décrite mesure la totalité de l’azote ammoniacal, soit N-NH3 + N-NH4, le dosage se fait sur le terrain par fixation à l’aide de 2 réactifs, la lecture s’effectue au laboratoire à l’aide de spectrophotomètre à longueur d’onde λ = 630 nm (voir protocole en annexe)
 Mode opératoire
 Prendre 100 ml (plus au moins 5 ml) de l’échantillon.
 Ajouter 3 ml du R (1).
 Boucher et agiter pour bien homogénéiser.
 Ajouter sans attendre 3 ml du R (2) boucher et agiter à nouveau.
 Placer immédiatement a l’abri de la lumière pendant 6 à 8 heures (température ambiante).
 Mesurer l’absorbance à λ = 630 nm.
NB : Voir en annexe la préparation des réactifs R (1) et R (2).

Dosage des Orthophosphates (PO4-3):

Le dosage des orthophosphates est réalisé selon la méthode de Murphy et Riley (1962), cette méthode reste jusqu’à aujourd’hui une des plus rapides et des plus simples pour le dosage des orthophosphates.
 Principe
Cette technique est basée sur la réaction des ions phosphates avec le molybdate d’ammonium, en présence d’antimoine III; cette réaction aboutit à la formation d’un complexe que l’on réduit par l’acide ascorbique; cette réduction mène à la formation d’une solution de coloration bleue dont le maximum d’absorbance a lieu à une longueur d’onde égale à 885 nm.
Les poly-phosphates et phosphore organique ne sont pas dosés par cette méthode
 Mode opératoire
 Prendre 100ml de l’échantillon.
 Ajouter à cela 10ml du mélange réactif (Formule en annexe).
 Attendre 5 mn et lire l’absorbance à la longueur d’onde λ = 885 nm. NB : La préparation de mélange-réactif est détaillée en annexe.

Matière en suspension (MES)

La connaissance de la quantité de matières en suspension (MES) est importante pour l’étude des milieux aquatiques, les particules réduisent la transparence de l’eau et de ce fait la production primaire photosynthétique. Selon leur nature, elles sont également une source nutritive non négligeable pour la faune.

Table des matières

Ι-Introduction
II- Matériel et méthodes
1- Le barrage de Ain Dalia
2- Echantillonnage
3- Identification et comptage des cyanobactéries récoltées
4- Mesure des paramètres physico-chimiques de l’eau
4-1- Dosage des sels nutritifs
4-1-1- Les nitrites (NO2-)
4-1-2- Dosage de l’Azote Nitrique (les Nitrate NO3)
4-1-3- L’Azote ammoniacal total ( N-NH3 + N-NH4+)
4-1-4- Dosage des Orthophosphates (PO4-3)
4-1-5- Matière en suspension (MES)
4-1-6- Dosage de la Chlorophylle a
5- Analyses Statistiques des données
5-1- Analyses statistiques univariées
5-2 Analyses statistiques bivariées
5-3- Paramètres structuraux des peuplements de cyanobactéries
5-3-1- Richesse spécifique « S »
5-3-2- Diversité spécifique ou diversité observée  » H’  »
5-3-3- Equitabilité
III- RESULTATS ET INTERPRETATIONS
1- Caractéristiques physico-chimiques de l’eau du barrage de Ain Dalia
1-1-La température
1-2-L’oxygéne dissous
1-3- Le PH
1-4-La Turbidité
1-5- Les nutriments
1-5-1-Les nitrates NO3-
1-5-2-Les nitrites NO2
1-5-3-L’azote ammoniacal NH4+
1-5-4-Les ortho-phosphates H3PO4-
1-5-6-La chlorophylle a
2-Etude qualitative des cyanobactéries récoltées dans le barrag
2-1-Identification générique des cyanobactéries
2-2-Fréquence d’apparition des cyanobactéries recensées
2-3- Les cyanobactéries toxique
2-4-structure des peuplements de cyanobactéries
3-Etude quantitative des cyanobactéries peuplant le barrage dAinDalia
3-1-Proportion des cyanobactéries récoltées dans chaque site
3-2-Distribution saisonnière des cyanobactéries récoltées
3-3-Distribution mensuelle des cyanobactéries récoltées
3-4-Densité moyenne des cyanobactéries identifiées
3-5-Distributions spatiotemporelles des genres recensés
IV-Conclusion générale
Bibliographie

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