Détection de QTLs associés à la salinité chez le riz

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Cycle de développement

La vie d’une plante de riz se divise en trois phases : la phase végétative, la phase reproductive et la phase de maturation.

La phase végétative

Cette phase correspond à un certain nombre de stades :
– le stade germinatif qui s’arrête à la percée de la radicule au niveau du grain ;
– le stade jeune plante correspond à la période comprise entre à la percée de la radicule et l’apparition de la cinquième feuille ;
-le stade tallage coïncide avec l’apparition de la cinquième feuille et celle de la première talle. L’accroissement se poursuit jusqu’au tallage maximum ;
– le stade d’élongation renvoie à l’élongation des entrenœuds au cours de la période de tallage actif.

La phase reproductive

C’est au niveau de cette phase que se forment les organes reproductifs. Elle comprend les stades suivants :
– le stade initiation paniculaire qui marque le début de la phase reproductive. Le déclenchement de l’initiation paniculaire dépend de la variété et de la saison ;
– le stade montaison ou développement de la panicule est caractérisé par une enflure de la gaine foliaire due à une montée de la panicule à l’intérieur de la tige ;
– le stade épiaison correspond à l’émergence de la panicule au niveau de l’articulation gaine-limbe de la feuille paniculaire ;
– le stade floraison commence deux à trois jours après l’épiaison et se poursuit jusqu’ à la sortie complète de la panicule.

La phase de maturation

Cette phase comprend les stades suivants :
– le stade laiteux durant lequel le contenu du caryopse, qui était aqueux, prend une consistance laiteuse. Les panicules sont vertes et dressés ;
– le stade pâteux où le contenu du grain se transforme en pâte dure. La couleur des grains évolue progressivement : elle part du vert pour aboutir à la couleur caractéristique de la variété ;
– le stade mature pendant lequel le grain, mûr, devient dur et prend la couleur définitive de la variété.

La production et l’importance du riz

Le riz est un élément fondamental dans l’alimentation de nombreux pays, notamment en Amérique du sud, en Afrique et en Asie. C’est la première céréale mondiale pour l’alimentation. Il est produit dans de nombreux pays comme le montre le Tableau 1 (FAO, 2009).
Au Sénégal, la production de riz paddy, qui était de 502 000 t en 2009 et de 604 000 t en 2010, a régressé de 405 000 t en 2011. Ce qui correspond à environ 263 000 t de riz blanc, soit une baisse de 33 %. (ANSD 2012) (Fig.3).
Globalement entre 1984 et 2004, les surfaces rizicoles ont augmenté de 6%, la production de riz de 31% et les rendements moyens de 19%. Donc, d’importants progrès ont été obtenus compte tenu du niveau de départ déjà élevé des rendements en 1984 (3,25t /ha). Mais, l’effort ne peut être relâché du fait de l’augmentation de la population d’un milliard tous les 14 ans. Ainsi, il est prévu une forte progression des besoins de plus 40 à 60% dans les 25 années à venir. Celle-ci est plus rapide que l’accroissement tendanciel de la production mondiale (Trebuil et Hossain, 2004). Cette production sera aussi limitée par des contraintes biotique et abiotique comme la salinité.

Ecologie du riz

Le riz tolère un large éventail de conditions climatiques, édaphiques et hydrologiques (ADRAO, 1995). Ses besoins en eau sont élevés car, pendant la période végétative, il faut 160 à 300 mm par mois, soit un total variant entre 1000 et 1800 mm ; mais cela varie en fonction du stade de développement. Les fortes pluies sont nuisibles à l’épiaison de même que des températures atteignant 50°C peuvent conduire à la mort du plant de riz lequel exige une hygrométrie comprise entre 70 à 80% pour la floraison. Les températures optimales varient entre 30 et 35°C pendant la germination, entre 28 et 30°C pendant le tallage, entre 27 et 29°C à la floraison. Mais, pendant la maturation, elles s’élèvent à 25°C environ. Le riz est une plante de lumière qui exige une bonne insolation, facteur directement proportionnel au rendement. L’optimum est atteint pour des moyennes de l’ordre de 500 calories/cm2/jour.
Le riz préfère cependant les sols à texture fine contenant 40% d’argile, peu perméables et dont le pH optimum se situe entre 6 et 7. La texture souvent sableuse des sols d’Afrique tropicale est une contrainte à la productivité en raison du stress dû à la sécheresse, à la faible fertilité du sol et son lessivage. Dans les régions sèches du sahel où la culture du riz se pratique sous irrigation, on rencontre des problèmes de salinité des eaux de la nappe phréatique. Dans les basses terres situées sur les côtes d’Afrique de l’Ouest, la production du riz est affectée par l’intrusion d’eau saline. De plus, la majorité des sols de mangroves que l’on rencontre le long de cette côte sont des sols salinisés.

La salinisation

La salinité est provoquée par une concentration excessive de sels solubles dans le sol. Le sodium, le magnésium et le calcium sont les principales espèces ioniques du sel, mais le chlorure de sodium (NaCl) est le sel prédominant.

Les Causes de la salinité

La salinité survient dans les régions côtières, les régions arides et semi-arides. Dans les régions côtières, la salinité est occasionnée par l’inondation par les eaux de la mer. Elle est souvent associée à des pH bas, alors que dans les régions arides et semi arides, l’évapotranspiration très élevée entraine un mouvement ascendant de l’eau. Ce qui se traduit par une accumulation de sels au niveau de la zone racinaire, et cette salinité est souvent associée à des pH élevés. Suivant les causes, on observe deux types de salinité : la salinité primaire et la salinité secondaire.
La salinité primaire ou salinité naturelle, qui représente 80% des causes de la salinité, a une origine naturelle. Elle est due à la formation de sel pendant l’altération des roches, les conséquences de régression et de transgression de l’océan (Ceuppens et Wopereis, 1999), la remontée capillaire des eaux souterraines sous-marines et le transport des sels par le vent.
Les autres causes de la salinité ont une origine humaine, ce type de salinité étant qualifié de secondaire. En effet, 20% des terres irriguées ont des problèmes de salinité (Pitman et Lauchli, 2004). Lorsque l’irrigation est trop abondante, en l’absence d’un bon système de drainage, le sol est humidifié en profondeur ; ce qui permet au sel de remonter en surface. D’autres causes sont sources de salinisation : l’utilisation de produits chimiques et de produits phytosanitaires, l’utilisation inappropriée des eaux saumâtres pour l’irrigation, l’absence de travail du sol et d’un bon système de drainage des eaux. Cependant, dans les années à venir, le plus gros problème sera lié au réchauffement climatique et à l’augmentation de la population mondiale, car l’irrigation va devenir de plus en plus indispensable notamment dans les régions arides afin de combler les déficits en eau, utiliser un maximum de terre arables et subvenir aux besoins d’une population croissante. De plus, les phénomènes d’évapotranspiration, dus à l’augmentation de la température, vont augmenter les concentrations de sel.

Les conséquences de la salinité sur le riz

L’effet de la salinité sur la croissance du riz dépend du stade de développement. Le riz est très tolérant à la salinité au moment de la germination, et sensible au stade une à deux feuilles de la plante. Cette tolérance augmente progressivement durant le tallage et l’élongation et décroît à partir de l’initiation florale jusqu’à la floraison. La maturation est peu touchée par la salinité (Lacharme, 2001).
Chez le riz, on observe des symptômes morphologiques dus à la salinité. En effet, on note un arrêt de la croissance des jeunes pousses qui restent vertes mais complètement sèches, une réduction de la croissance au stade tallage, une diminution du poids des racines et des tiges, du volume racinaire. On remarque aussi une réduction du nombre de feuilles vertes, un raccourcissement de la durée de floraison et de maturation, une diminution des branches paniculaires, un non-remplissage d’un grand nombre d’épillets, une réduction du poids des grains et par conséquent du rendement (Lacharme, 2001).

Les mécanismes de tolérance à la salinité

Il existe deux principales stratégies que les plantes utilisent pour faire face à la salinité : la compartimentation des ions toxiques au sein de la vacuole et leur exclusion hors de la cellule (Hasegawa et al., 2000; Borsani et al., 2003;Munns 2005; Yamaguchi et Blumwald 2005; Apse et Blumwald 2007). Par ailleurs, les plantes modifient la composition de leur sève; elles peuvent accumuler les ions Na+ et Cl– pour ajuster le potentiel hydrique des tissus nécessaire pour maintenir la croissance (Munns 2005). En revanche, si cette accumulation n’a pas lieu, la plante devra synthétiser des solutés compatibles pour ajuster son potentiel hydrique. Ces solutés compatibles comprennent essentiellement la proline (Chen et Jiang 2010), la glycine betaïne (Wang et Nil, 2000), les sucres et les polyols (Hoekstra et al., 2001; Phillips et al., 2002). L’accumulation des solutés compatibles permet l’absorption de l’eau de l’environnement (Messedi et al., 2006). Le stress salin induit l’apparition d’espèces réactives d’oxygène, lesquelles sont neutralisées par des enzymes anti oxydantes comme la peroxydase, la glutathion S-transférase et la glutathion peroxydase (Noctor et Foyer 1998 ; Blumwald et al., 2004; Sairam et Tyagi 2004;Munns 2005 ; Türkan et Demiral 2009; Ksouri et al., 2010).

Salinisation des terres dans le monde

Globalement dans le monde, on perd en moyenne 10 hectares de terres cultivables par minute dont 3 ha à cause de la salinisation (Kovda, 1983). Aujourd’hui, on estime à, à peu près, 400 Mha des terres affectées par la salinisation (Bot et al., 2000). En Afrique, près de 40 Mha sont affectés par la salinisation, soit près de 2% de la surface totale. Au Proche Orient, près de 92 Mha sont affectés par la salinisation, soit près de 5% de la surface totale (IPTRID 2006). Les régions du monde les plus affectées par la salinité sont la Tunisie l’Egypte, l’Iraq, l’Iran, le Pakistan et la Californie. Au Sénégal, certaines régions sont touchées par la salinité comme le montre le Tableau 2.

Les solutions pour la salinité

La salinisation des terres irriguées occasionne des pertes financières qui s’élève à peu près à 250 dollars/ha, soit environ 11 milliards de dollars de pertes totales (IPTRID, 2006), donc des solutions s’imposent pour remédier ce problème.
Parmi les solutions préconisées, il y’a la méthode de drainage profond qui consiste à :
– rabattre la nappe phréatique pour limiter les remontées capillaires de sel ;
– créer un flux souterrain qui permet d’évacuer l’excès de sel hors de la parcelle ;
– couper le flux souterrain d’eau chargé en sel d’une parcelle à un autre.
Pour lutter contre la salinité, il faut éviter les concentrations de sel dans le sol. Cette méthode consiste à nettoyer le sol avant la culture par une forte irrigation, puis à laisser stagner l’eau pendant un certain temps pour qu’elle dissolve le sel en excès et enfin renouveler l’irrigation pendant la culture. Cependant, il faut éviter les apports excessifs d’eau (Lacharme, 2001).
Une autre solution consiste en l’utilisation de variétés tolérantes à la salinité et des techniques de biologies moléculaires comme la cartographie de QTL grâce à des marqueurs moléculaires.

Détection de QTLs associés à la salinité chez le riz

Pour lutter contre la salinité, il faut nécessairement connaître les mécanismes de tolérance à la salinité, identifier les régions chromosomiques associées à ces caractères en utilisant la cartographie de QTL.

Les loci de caractères quantitatifs

Un locus de caractères quantitatifs ou Quantitative Trait Locus (QTL) est une région plus ou moins grande d’ADN qui est étroitement associée à un caractère quantitatif. En d’autres termes, il s’agit d’une région chromosomique où est localisé un ou plusieurs gènes à l’origine du caractère en question. Les QTLs permettent de connaître le nombre minimum de locus en cause, leur position dans le chromosome, leurs effets suivant la variation du caractère, leurs caractéristiques génétiques (additivité, dominance, épistasie) et leur stabilité selon l’environnement. Pour détecter des QTLs, il faut des marqueurs moléculaires.

Les marqueurs moléculaires

Un marqueur moléculaire est une séquence d’ADN qui renseigne sur le génotype de l’individu qui le porte. Un bon marqueur doit être d’une héritabilité simple, polymorphe, multi allèlique et co-dominant. Contrairement aux marqueurs traditionnels (morphologique et biochimique), les marqueurs moléculaires ne sont pas influencés par l’environnement et sont observables à n’importe quel stade de développement de la plante et sur n’importe quel organe. Les marqueurs sont d’une grande importance dans l’amélioration des cultures à valeurs agronomiques (Eagles et al., 2001, Langridge et al., 2001).
Parmi les marqueurs moléculaires, nous avons les marqueurs AFLP (polymorphisme de longueur des fragments amplifiés), les marqueurs RFLP (polymorphisme de longueur des fragments de restriction) et les marqueurs microsatellites ou Simple Sequence Repeat (SSR).
– Les marqueurs RFLP
La technique RLFP repose sur la mise en évidence de la variabilité de la séquence nucléotidique de l’ADN génomique après digestion par des enzymes de restriction (Botscien et al., en 1980). Les fragments d’ADN, après migration sur un gel d’agarose, sont transférés par capillarité, sous forme dénaturée sur une membrane de nitrocellulose, et révélés par hybridation dans une solution contenant un fragment d’ADN complémentaire appelé sonde. Cette dernière permet de repérer par hybridation les fragments d’ADN génomiques qui lui sont complémentaires. La sonde marquée par du phosphore radioactif permet de détecter la différence entre deux génotypes par autoradiographie et constitue ainsi le marqueur. Cette technique, bien qu’elle soit co-dominante, permet une analyse génétique complète. Cependant, elle présente des limites car elle est lente et laborieuse. Certains auteurs ont utilisé les marqueurs RLFP pour détecter des QTLs associés à la tolérance à la salinité sur les chromosome 1, 3, 4, 5, 6, 7 du riz (Zang et al., 1995 ; Lin et al., 1998 ; Bonila et al., (2002). Par ailleurs, en 2000, Prassad et coll. ont mis en évidence des QTLs qui contrôlent la longueur des racines, suite à l’application d’un stress salin sur le chromosome 6 du riz.
– Les marqueurs AFLP
Cette technique utilise à la fois des enzymes de restriction et l’amplification PCR (Vos et al., 1995). L’ADN génomique est coupé par deux enzymes de restriction. Des adaptateurs de séquences, connus et spécifiques aux enzymes de restriction utilisés, sont ajoutés aux extrémités des fragments de restriction, générant ainsi une matrice pour l’amplification. Une amplification première, dite pré-amplification, est réalisée à l’aide d’amorces de séquence complémentaire à la séquence des adaptateurs et des sites de restriction. La deuxième amplification, dite sélective, utilise des amorces identiques aux premières, mais prolongées à l’extrémité 3’ de quelques nucléotides arbitraires. Ainsi, c’est la combinaison enzyme de restriction /amorce qui constitue le marqueur AFLP. Les fragments d’ADN sont séparés par électrophorèse sur gel d’acrylamide, puis visualisés par coloration au nitrate d’argent ou révélés grâce à un marqueur radioactif. C’est une technique rapide, reproductible et puissante ; mais le coût élevé et les difficultés techniques liées au marquage limitent son utilisation à grande échelle.
Grâce à cette technique, des QTLs contrôlant le poids sec des pousses et des racines, la concentration de sodium, l’absorption de potassium, la durée de survie des plantes et d’autres liés au rapport Na+/k+ ont été identifiés chez le riz (MASOOD et al., 2004 ; Koyama et al., 2001 ; Ming et al., 2005; Lee et al., 2007).
– Les microsatellites ou SSR
Ils ont été développés par Morgante Olivieri (1993). Ils sont constitués de séquences de di, tri-ou tétra- nucléotidique répétés en tandem. Ces éléments sont uniformément répartis en plusieurs exemplaires sur l’ensemble du génome d’une espèce et présente un taux de polymorphisme élevé. Ce polymorphisme repose sur la variation du nombre d’unités de répétition constituant le microsatellite. Les séquences flanquant ces éléments répétés permettent de définir les amorces qui seront utilisées pour l’amplification PCR. C’est la paire d’amorce spécifique des bordures droite et gauche du microsatellite qui constitue le marqueur. L’analyse des produits amplifiés s’effectue sur gel d’acrylamide ou d’agarose. Les marqueurs SSR sont co-dominants, reproductibles et faciles d’utilisation. Mais leur caractérisation initiale est assez lourde car il doit passer par le clonage et le séquençage des éléments répétés. Actuellement, la disponibilité des données génomiques du riz dans le Web et des logiciels de détection des microsatellites rend leur identification plus aisée.
Ainsi, les microsatellites ont permis de détecter des QTLs majeurs de tolérance à la salinité sur le chromosome 1 (Lang et al ., 2001 ; Gregorio et al., 2002 ; Gong et al., 1999 ; Bonilla et al ., 2002 ; Lee et al., 2006). Récemment, diverses investigations ont permis de détecter des QTLs liés à la longueur des racines en condition de stress salin sur les chromosomes 1, 4, 7, 8 et 9. De même, des QTLs associés au poids sec des racines sont détectés sur le chromosome 9, alors que d’autres, qui contrôlent les échanges ioniques, sont mis en évidence sur les chromosomes 3 et 10 et pour la teneur en chlorophylle sur le chromosome 3. Certains de ces marqueurs sont liés aux microsatellites RM8094 et RM210 (Sabouri et Sabouri, 2008 ; Islam et al., 2011).

Méthodes de détection de QTL

Il existe différentes méthodes de détection de QTL comme l’analyse simple marqueur qui consiste à faire des tests classiques de comparaison de moyennes et d’analyse de variance. Quant à l’analyse par intervalle, elle consiste à déterminer le maximum de vraisemblance et de régression (Lander et Bostein, 1989). Enfin, il y a l’analyse par intervalle composite dont le principe est l’élimination de l’impact des QTLs importants (Zheng, 1994, Jansen et Stam ,1993). Elle présente des avantages comme la précision de la localisation des QTLs et leur libération de l’effet de gènes majeures. Il existe aussi des logiciels de cartographie de QTL comme QTL cartographer, mapmaker/QTL et Qgene que nous avons utilisés lors de cette étude.

Culture des plantes au champ

Les plantes F2 ont été cultivées dans deux zones différentes. Les plantes témoins ont été cultivées à Ndiaye (Fig.4) où la salinité est développée avec une conductivité EC inférieure à 2,5 dsm-1. Les plantes soumises à un stress salin ont été cultivées dans la zone de Ndiol caractérisée par une conductivité de 6,5 dsm-1 (Fig.5). Les plantes ont été irriguées régulièrement avec l’eau du fleuve Sénégal dans les deux essais.
A maturité, les paramètres agro-morphologiques suivants ont été mesurés : la hauteur de la plante, le tallage, le pourcentage de stérilité, le nombre de panicules par m², le poids des 1000 grains, la date de floraison, le rendement et le score. Ce dernier, selon le système d’évaluation standard (SES) produit par l’IRRI, consiste à attribuer des chiffres 1, 3, 5, 7 et 9 qui représentent respectivement les valeurs suivantes : fortement tolérant, tolérant, modérément tolérant, sensible et fortement sensible.

Culture des plantes au laboratoire

Les grains des plantes (F1 et F2), environ15 à 20, ont été semés dans des boîtes de Petri contenant un papier Kraft imbibé d’eau distillée qui sert de support, puis incubée dans le laboratoire à la température ambiante. Au bout de 7 jours, les jeunes plantes ont été transférées dans des bacs contenant de l’argile prélevée au champ et placés dans une serre où les températures varient entre 16 et 45°C, et l’humidité entre 33 % et 69 %. Ces plantes ont été arrosées régulièrement jusqu’au stade 2 à 3 feuilles pour l’extraction d’ADN.

Analyse moléculaire

Extraction de l’ADN

L’ADN a été extrait à partir de 2 à 3 petites feuilles fraîches de jeunes plantes âgées d’un mois selon le protocole CTAB modifié par Murray et Thompson (1980). Les feuilles ont été coupées en petits morceaux puis placées dans un tube Eppendorf de 2 ml contenant 2 billes en inox pour augmenter l’effet abrasif. Les tubes ont ensuite été placés dans une machine à broyer (Geno /Grinder) pendant 8 min. Après broyage, 800 µl du tampon d’extraction CTAB ont été ajoutés pour la lyse des parois cellulaires. Les tubes ont ensuite été incubés dans un bain marie à 65°C pendant 1 h. Après un refroidissement de 5 min à la température ambiante, 800 µl d’un mélange chloroforme -isoamylalcool (24 :1 v :v) ont été ajoutés puis centrifugés (Coulter, BECKMAN) à 12000 rpm pendant 10 min et 600µl du surnageant ont été prélevés et transférés dans un tube Eppendorf de 1,5 ml. L’ADN a été précipité avec 600 µl d’isopropanol froid puis incubé à -20°C pendant une nuit. Ensuite, les tubes ont été centrifugés à 12 000 rpm pendant 10 min puis le surnageant a été éliminé. Afin de laver le culot d’ADN, 600 µl d’éthanol 70% ont été ajoutés puis une centrifugation de 12 000 rpm pendant 10 min a été réalisée. Après centrifugation, le surnageant a été éliminé puis l’ADN a été séché à la température ambiante pendant 1 h puis dissout dans 200 µl de TE 1X. Les solutions d’ADN ont été conservées à -20°C et diluées à 25% pour les réactions d’amplification.

Amplification de l’ADN

La réaction d’amplification a été réalisée dans un tube de 200 µl contenant 2 µl d’ADN (100 ng/µl), 8 µl d’une solution Mixte constituée de 4.2 µl ddH2O, 1 µl de tampon PCR 10X (1.5 mM), 1 µl de dNTPs (1 mM), 0.3 µl de MgCl2 (25 mM), 0,5 µl de chaque amorce (10 mM) et 0.5 µl de Taq polymérase ratio 1 :30 sur un volume final de 10 µl. A la fin du mélange réactionnel, 9 µl d’huile minérale stérile ont été ajoutés pour éviter l’évaporation. Les tubes ont ensuite été placés dans un thermocycleur (G-Storm) programmé à 94°C pendant 5 min pour une pré-dénaturation suivie de 35 cycles avec une dénaturation de 30 s à 94°C, une hybridation de 30 s à 55oC et une élongation de 30 s à 72oC et enfin une élongation finale de 5 min à 72oC.

Electrophorèse et visualisation des amplifiats

Après la réaction d’amplification, 3 µl de tampon de charge (bleu de bromophénol), ont été ajoutés aux ampliats, puis une migration sur gel d’acrylamide (7.5%) ou d’agarose (3%) a été réalisée. Le gel d’acrylamide a été préparé en ajoutant 55,3 ml de H2O stérile, 3 ml de 10% de TAE ou TBE, 15 ml de 40% d’acrylamide, 600 µl de 10% d’APS et 50 µl de TEMED.
Après migration, l’ADN a été coloré dans une solution contenant 5% de bromure d’ethidium pendant 10 à 15 min, puis éclairé sous UV à 320 nm et photographié à l’aide d’un système Gel doc (Multi Doc. It Digital Imaging System).

Analyse des liaisons

L’analyse des liaisons a été réalisée grâce à un logiciel qgene version 4.3.10. L’identification des QTLs a été réalisée par simple marqueur de régression (SMR) et par composite interval mapping. Pour déterminer les QTLs, nous avons fait 10 000 permutations avec 4 itérations qui permettent de déterminer le seuil de LOD pour p = 0.05 et p = 0.01. SMR permet de déterminer l’effet des marqueurs et la corrélation entre les traits.
Le pourcentage de variation phénotypique est calculé à partir de la régression de chaque combinaison de marqueurs et phénotype. Un seuil de LOD de 2 est utilisé pour déterminer la présence d’un QTL. Le LOD se calcule de la façon suivante : LOD = log10 v (présence de QTL)/v (absence de QTL).
Un LOD de 2 indique l’existence d’un QTL 100 fois plus probable que son absence.

Analyse des relations phyllogénétiques

L’utilisation du logiciel GGT à partir du scoring des différents marqueurs et de leur locus a permis d’obtenir une matrice qui montre les distances génétiques. Cette matrice a permis de tracer un dendrogramme à partir duquel on peut voir les relations phylogénétiques entre les génotypes tolérants et les génotypes sensibles.

Table des matières

Introduction
Etude bibliographique
1. Présentation de la plante
1.1. Systématique
1.2. Le Génome du riz
1.3. Morphologie
2. Cycle de développement
2.1 La phase végétative
2.2. La phase reproductive
2.3 La phase de maturation
3. La production et l’importance du riz
4. Ecologie du riz
5. la salinisation
5.1. Les Causes de la salinité
5.2 Les conséquences de la salinité sur le riz
5.3 Les mécanismes de tolérance à la salinité
5.4. Salinisation des terres dans le monde
5.5. Les solutions pour la salinité
6. Détection de QTLs associés à la salinité chez le riz
6.1. Les loci de caractères quantitatifs
6.2. Les marqueurs moléculaires
6.3. Méthodes de détection de QTL
Matériel et méthodes
1. Matériel végétal
2. Culture des plantes au champ
3. Culture des plantes au laboratoire
4. Analyse moléculaire
4.1. Extraction de l’ADN
4.2. Amplification de l’ADN
4.3. Electrophorèse et visualisation des amplifiats
5. Analyse des liaisons
6. Analyse des relations phyllogénétiques
Résultats
1. Etude de la Diversité allèlique
2. Relation phyllogénitique entre génotypes
3. Analyses des donnés phénotypiques
3.1. Comparaison des traits phénotypiques
2.2. Corrélation entre les traits
2.3. Identification des QTLs
Discussion
Conclusion et Perspectives
Références bibliographiques

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