Soutenance mémoire
Plasmodium vivax
Il a été découvert en 1890 par Grassi et Felleti. Il se rencontre le plus souvent dans des zones tempérées. Il est responsable de la fièvre tierce bénigne. Il est le seul parmi les agents du paludisme humain à provoquer un agrandissement et une décoloration des hématies infestées. Au microscope optique, sur un frottis mince ou épais coloré au Giemsa, les trophozoïtes jeunes ont un cytoplasme en forme d’anneau bleu clair avec un noyau en général unique, rouge et plus gros que chez P. falciparum. Le noyau des trophozoïtes est fragmenté et le cytoplasme a un contour irrégulier d’où la forme amiboïde. Un pigment verdâtre apparait dans tout le cytoplasme du parasite. Les schizontes ont une forme ovale ou arrondie avec un noyau formé de grosses masses rouges de chromatine irrégulièrement réparties. Le gamétocyte mâle a un cytoplasme mauve avec un gros noyau rouge rejeté sur le côté tandis que le gamétocyte femelle, plus grand, a un cytoplasme bleu foncé avec un noyau plus petit, rouge sombre ou violet. Les hématies parasitées présentent parfois sur frottis mince une fine ponctuation rouge vif très caractéristique, les granulations de Schüffner, (figure 4).
Cycle de développement du Plasmodium
Le cycle de développement de tous les Plasmodium humains est essentiellement le même (Gilles 1993). Il comprend une phase sexuée qui se développe chez l’anophèle femelle et une phase asexuée qui se déroule chez l’homme (figure 5). La phase asexuée comprend une phase pré ou exo érythrocytaire ou hépatique et une phase érythrocytaire.
Phase asexuée chez l’homme
Phase exoérythrocytaire
Les sporozoïtes sont inoculés à l’homme par l’anophèle femelle infecté. Ces sporozoïtes ne restent dans la circulation sanguine qu’une demi-heure au plus. Certains sont détruits par les phagocytes mais d’autres rejoignent les hépatocytes. Les sporozoïtes forment alors unschizonte pré-érythrocytaire qui se développe en quelques jours (P. falciparum : 5,5-7 jours,P. vivax : 6-8 jours, P. ovale : 9 jours, P. malariae : 14-16 jours). Après des divisions successives, le schizonte libère 10000 à 30000 mérozoïtes dans le sang (Gilles 1993; White et al. 2014).
La période pré-patente est la période entre l’infection et la détection d’une parasitémie sanguine. Elle dure au minimum 9 à 10 jours pour P. falciparum, 11 à 13 jours pour P. vivax, 10 à 14 jours pour P. ovale et 15 à 16 jours pour P. malariae. Certains sporozoïtes de P. vivax et P. ovale n’évoluent pas directement en schizonte pré-érythrocytaire, ils entrent dans une phase dormante (hypnozoïte) qui peut durer plusieurs mois (White 2011). Ils sont responsables des rechutes tardives.
Phase érythrocytaire (schizogonie érythrocytaire)
Les mérozoïtes pénètrent les hématies par invagination de la membrane cellulaire en une vacuole parasitophore et s’y transforment en trophozoïtes. Les trophozoïtes absorbent l’hémoglobine et libèrent un pigment, l’hémozoïne. Après une période de croissance, le trophozoïte âgé entre en division, c’est la schizogonie érythrocytaire. Lorsque les schizontes sont matures et sont sous forme de rosaces, les érythrocytes éclatent et libèrent 8 à 24 mérozoïtes, ce qui est à l’origine de la fièvre palustre caractérisant le paroxysme de l’accès.
Cette schizogonie érythrocytaire dure 48 heures pour P. falciparum, P. vivax, P. ovale et 72 heures pour P. malariae, 24 heures pour P. knowelsi rythmant ainsi les accès thermiques (White et al. 2014). Ces mérozoïtes vont parasiter d’autres hématies saines entrainant une augmentation progressive de la densité parasitaire dans le sang. Après plusieurs cycles schizogoniques, certains mérozoïtes vont former des gamétocytes. Ces derniers ne vont continuer leur développement que s’ils sont ingérés par un anophèle femelle. Le délai entre l’infection et l’apparition des signes cliniques est la période d’incubation. Elle dure 12 jours pour P. falciparum, 15 jours à 6-12 mois pour P. vivax, 17 jours ou plus pour P. ovale et 28 jours ou plus pour P. malariae.
Phase sexuée chez l’anophèle ou sporogonie
L’anophèle femelle ingère des gamétocytes (forme sexuée de Plasmodium) lors de la prise de son repas sanguin chez un individu infecté par le Plasmodium. Au cours d’un processus d’exflagellation, un gamétocyte mâle donne 8 gamètes mâles haploïdes qui fusionnent avec un gamète femelle haploïde issu d’un unique gamétocyte femelle. La fécondation donne un œuf mobile, l’ookinète diploïde qui traverse la paroi stomacale de l’anophèle et se fixe au niveau de sa face externe formant l’oocyste (en moins de 24 heures après le repas sanguin), dans lequel s’individualisent les sporozoïtes. La durée de cette période diminue quand la température augmente. À 28°C par exemple, elle est de 9 à 10 jours pour P. falciparum, 8 à 10 jours pour P. vivax, 12 à 14 jours pour P. ovale et 14 à 16 jours pour P. malariae. À 20°C elle est de l’ordre de 3 semaines pour P. falciparum. Libérés par l’éclatement de l’oocyste, les sporozoïtes gagnent les glandes salivaires de l’anophèle. Lors d’un repas sanguin ultérieur, l’anophèle régurgite quelques dizaines de sporozoïtes (Rosenberg et al. 1990; Ponnudurai etal. 1991) dans la peau de l’individu.
Diagnostic du paludisme
Diagnostic clinique
Les manifestations cliniques du paludisme se distinguent généralement sous 2 formes : l’accès palustre simple et l’accès palustre compliqué. Ce dernier est généralement provoqué par P. falciparum et est de loin la forme mortelle surtout en absence de prise en charge rapide.
Le diagnostic clinique des accès palustres est difficile du fait qu’il n’existe pas de signe pathognomonique du paludisme (Genton et al. 1994). Il n’existe pas non plus de manifestations cliniques du paludisme sans parasitémie (Rogier et al. 2001). Le diagnostic des accès palustres n’est réellement problématique que dans les populations qui sont régulièrement exposées à la transmission des Plasmodium humains. Plus la transmission est forte, plus l’incidence est faible : l’incidence en zone d’endémie est donc inversement proportionnelle à la transmission. Le problème de la définition de l’accès palustre est d’autant plus difficile à résoudre que le niveau de transmission et l’immunité acquise par les populations sont élevés. La présence d’autres signes que la fièvre et le niveau de la densité parasitaire ont été utilisés pour surmonter cette difficulté. C’est le cas de la définition d’un seuil de parasitémie dépendant de l’âge (Rogier et al. 1996; Roucher et al. 2012) ou non (Faye et al. 1998). La survenue d’accès palustre peut être aussi associée à une augmentation brutale de la densité parasitaire. En 1958, dans une région hyperendémique du Libéria, Miller avait aussi utilisé la notion de seuil de densité parasitaire (en moyenne : 1644/µl) associée à la survenue des accès cliniques chez 20 adultes (20 à 30 ans) suivis cliniquement et parasitologiquement tous les deux jours pendant un an (Miller 1958). Rogier et al ainsi que Roucher et al ont défini un seuil de la densité parasitaire dépendant de l’âge à l’origine d’un accès palustre à partir des données parasitologiques et cliniques de la population de Dielmo (Rogier et al. 1996; Roucher et al. 2012). Un accès palustre peut être défini par l’association de manifestations cliniques (hyperthermie, céphalée, asthénie, vomissement…) avec une densité parasitaire supérieure aux densités parasitaires habituellement observés dans la population de la même zone et du même âge. Cependant, l’observation occasionnelle de densités parasitaires très élevées en l’absence de symptôme et la variabilité de la parasitémie ont souvent été des arguments contre l’utilisation de la densité parasitaire pour le diagnostic des accès palustres (Molineaux et al. 1980; Trape et al. 1987). Il n’existe pas en fait une seule définition des accès palustres ; les définitions varient en fonction des objectifs, des moyensdisponibles, des populations et des contextes épidémiologiques.
Diagnostic biologique
Le diagnostic biologique du paludisme repose essentiellement sur la détection directe des parasites par goutte épaisse ou frottis mince et sur la détection indirecte par l’usage des tests de diagnostic rapide et par la PCR (Polymerase Chain Reaction). Les caractéristiques de ces différentes méthodes de diagnostic sont renseignées dans le tableau 2.
Goutte épaisse et frottis mince
En 1904, Gustav Giemsa met au point un mélange de bleu de méthylène et de l’éosine (Fleischer 2004) constituant ainsi la solution de Giemsa. L’examen microscopique de goutte épaisse ou de frottis sanguin coloré au Giemsa devient la méthode de référence du diagnosticdes parasites du paludisme (Wongsrichanalai et al. 2007). La méthode consiste à étaler du sang sur une lame de verre et coloré au Giemsa en vue d’être lue au microscope. La goutte épaisse est réalisée avec 3 à 4 µl de sang, étalée sur une surface ronde, carrée ou rectangulaire d’environ 8 à 10 mm de diamètre ou de côté tandis que le frottis mince est réalisé en étalant environ 1 à 1,5 µl de sang sur une surface de l’ordre de 800mm 2 (Rogier et al. 2009). La goutte épaisse permet l’identification et l’estimation de la parasitémie alors que le frottismince permet un diagnostic plus aisé de l’espèce plasmodiale.
La détection microscopique des infections plasmodiales nécessite un personnel technique bien formé et la lecture des gouttes épaisses ou frottis minces prend beaucoup de temps. Aussi la qualité du diagnostic microscopique dépend des conditions techniques et du lecteur et des différences importantes peuvent exister entre lecteurs (O’Meara et al. 2006).
Des méthodes alternatives à la détection microscopique ont été développées telles que les méthodes de diagnostic à partir des antigènes plasmodiaux à l’origine des tests de diagnostic rapide (TDR) et le diagnostic moléculaire par PCR.
Tests de diagnostic rapide (TDR)
Les TDR reposent sur la détection d’antigènes plasmodiaux par dosage immunochromatographique avec des anticorps monoclonaux dirigés contre l’antigène duparasite cible et imprégnés sur une bande de test (Wongsrichanalai et al. 2007; Murray et al. 2008). L’utilisation des TDR dans le diagnostic du paludisme a considérablement augmenté ces dernières années. En effet, le TDR est offert gratuitement dans le secteur public de 84 pays dans le monde. Au total, 48 pays ont déclaré avoir déployé des TDR au niveau communautaire et 15 millions de patients ont été soumis à un test de diagnostic rapide en 2012 (WHO 2013). Les TDR sont faciles et rapides d’emploi (<20minutes), relativement moins coûteux et ne nécessitent pas une source d’électricité ni une formation poussée des manipulateurs. Toutefois, les TDR ont des exigences climatiques et doivent être stockés à une température comprise entre 4 et 30°C et à une humidité < 70%. Ils sont moins sensibles que la goutte épaisse. Les principaux antigènes ciblés par ces tests sont l’HRP2 (histidin rich protein 2) de P. falciparum, la LDH (lactate déshydrogénase) et l’aldolase de toutes les espèces plasmodiales humaines. La détection de l’HRP2 fait l’objet de faux positifs en présence de facteur rhumatoïde (Grobusch et al. 1999) mais le remplacement de l’IgG par l’IgM dans les TDR récents permet de réduire ce phénomène (Laferi et al. 1997; Grobusch et al. 1999). Les TDR à HRP2 entrainent aussi la détection de faux négatifs par délétion ou mutation du gène hrp2 (Gamboa et al. 2010; Houze et al. 2011; Koita et al. 2012; Kumar et al. 2013).
Traitement préventif intermittent (TPI)
TPI chez les femmes enceintes
Le TPI consiste à administrer aux femmes enceintes au moins deux doses de Sulfadoxinepyriméthamine (SP) à chaque consultation anténatale au cours des deux derniers trimestres de grossesse qu’elles présentent ou non les symptômes de paludisme. Les 2 derniers trimestres étant les plus à risque au paludisme chez les femmes enceintes (Diagne et al. 2000).
L’efficacité du TPI à base de SP a été démontré pour la première fois par Schultz dans les années 1990 (Schultz et al. 1994). Depuis lors, plusieurs pays ont adopté le TPI chez les femmes enceintes comme un des moyens de contrôle du paludisme placentaire et plusieurs études sur son efficacité ont été faites (Garner et al. 2006). Au Sénégal, le TPI est gratuit et 52 % des femmes enceintes ont reçu au moins deux doses de SP au cours de consultations prénatales en 2008/2009 contre 13 % en 2005 (RBM 2010). En fin 2012, 36 pays d’Afriquesub-saharienne ont adopté le TPI chez les femmes enceintes dans leur politique nationale de lutte contre le paludisme (WHO 2013).
TPI chez le jeune enfant et chez les enfants (Chimioprévention du paludisme saisonnier)
Le TPI chez le jeune enfant consiste à administrer aux nourrissons de la sulfadoxinepyriméthamine selon des intervalles définis correspondant aux calendriers de vaccination systématique (Gosling et al. 2010; WHO 2013). Il a pour objectif de réduire l’incidence palustre et l’anémie chez le jeune enfant (Gosling et al. 2010). Seul le Burkina-Faso a adopté ce TPI comme politique national depuis la recommandation par l’OMS en 2009 (WHO 2013).
Le TPI chez les enfants appelé chimioprévention du paludisme saisonnier consiste à donner des médicaments en l’occurrence la Sulfadoxine-pyriméthamine associée àl’amodiaquine à des enfants âgés de 3 à 59 mois lors de la période de forte transmission pour réduire le portage palustre asymptomatique et prévenir l’incidence palustre ainsi que l’anémie (Gosling et al. 2010). Il est le plus récent des TPI recommandés par l’OMS. Deux pays d’endémie palustre l’ont déjà adopté et plusieurs pays comptent l’adopter sous peu (WHO 2013).
Impact des moyens de lutte
Impact des moustiquaires imprégnées à longue durée d’action (MILDA)
Les moustiquaires imprégnées d’insecticides agissent en empêchant ou en diminuant le contact homme-vecteur et par la même occasion peuvent entrainer la mort du vecteur par l’insecticide qu’elles renferment. Elles sont à la base d’une protection individuelle mais aussi à l’origine d’une protection collective par la diminution de la population anophélienne. Ainsi, ce moyen de lutte réduit considérable la transmission du pathogène.
Déjà en 1991, une étude en Gambie avait montré une diminution de la mortalité toutes causes confondues de 63% chez les enfants de moins de 5 ans après l’introduction de moustiquaires imprégnées. Une méta-analyse portant sur les études évaluant l’impact de l’utilisation de moustiquaires avant 1995 a montré que les moustiquaires imprégnées protégeaient contre le paludisme en réduisant de 50% l’incidence palustre (Choi et al. 1995).
Une plus récente méta-analyse portant sur les études faites depuis le début de l’utilisation des moustiquaires imprégnées jusqu’en 2003 a montré que les moustiquaires réduisaient de 50% l’incidence de l’accès palustre simple par rapport à l’absence de moustiquaires et de 39% par rapport aux moustiquaires non imprégnées en zone de transmission stable (Lengeler 2004). En zone de transmission instable, la réduction de l’incidence palustre due à l’utilisation de moustiquaires imprégnées est de 43% et 62% comparée respectivement aux moustiquaires non imprégnées et à l’absence de moustiquaires (Lengeler 2004).
L’efficacité des moustiquaires imprégnées à réduire la morbidité et la mortalité palustres a été observée dans plusieurs pays africains tels qu’en Gambie, au Kenya, au Sénégal, en Tanzanie (D’Alessandro et al. 1995; RBM 2010; Atieli et al. 2011; Zhou et al. 2011; Trape et al. 2012; Trape et al. 2014). Le déploiement des MILDA à grande échelle a contribué àbaisser considérablement l’incidence du paludisme et les taux de mortalité dans toutes les régions du monde ces dix dernières années (WHO 2011).
Impact de la pulvérisation intradomiciliaire d’insecticides à effet rémanent (PII)
La PII a permis d’éradiquer le paludisme dans plusieurs pays dans les années 1950 sauf en Afrique Sub-saharienne, où l’effet bien qu’effectif n’a pas permis d’interrompre la transmission (Mabaso et al. 2004; WHO 2006). L’efficacité de la PII dans la réduction de la transmission palustre dans différents faciès endémiques est connue depuis longtemps (Payne et al. 1976; Barutwanayo et al. 1991) et a été confirmée dans certaines études récentes (Curtis 2002; Gunasekaran et al. 2005; Casimiro et al. 2006; Sharp et al. 2007). Cependant la résistance des moustiques aux insecticides ainsi que la toxicité et les effets secondaires de certains insecticides, notamment le DDT (Dichlorodiphényltrichloroéthane), constituent des obstacles aux impacts de la PII sur le paludisme. En effet, l’utilisation du DDT, bien qu’il soit moins coûteux (Curtis 2002; Mabaso et al. 2004) et bien qu’ayant un effet résiduel persistant (WHO 2006), fait l’objet de différentes controverses à cause de certains effets secondaires du DDT (persistance dans la nature, impact sur la faune…). L’utilisation du DDT, de nos jours, n’est autorisée que pour des interventions en santé publique par la convention de Stockholm(UNEP 2002). La résistance récente des moustiques aux pyréthroïdes (insecticide plus tolérable) (Ranson et al. 2011; Trape et al. 2011) constitue un obstacle à l’efficacité de la PII.
Impact des combinaisons thérapeutiques à base d’artémisinine (CTA)
Outre l’intérêt des CTA à être un antipaludique très efficace (Faye et al. 2007; Ogbonna et al. 2008; Yeka et al. 2008; Zwang et al. 2009), elles réduiraient (surtout artemetherlumefantrine) la gamétocytémie chez les sujets traités entraînant une baisse du taux de transmission (Barnes et al. 2005; Makanga 2014). Il a été montré que les CTA pouvaient réduire d’environ 4 fois la durée du portage de gamétocytes (Bousema et al. 2010). Les CTA ont montré leur efficacité à réduire la morbidité et la mortalité palustres (Barnes et al. 2005; Makanga 2014). Au Zanzibar par exemple, une étude a montré une réduction de 52% de la mortalité palustre chez les enfants de moins de 5 ans après une distribution gratuite des CTA (Bhattarai et al. 2007). L’introduction des CTA à Dielmo (Sénégal) de juin 2006 à juillet 2008 a entrainé à elle seule une diminution de la morbidité palustre d’un facteur 4 (Trape et al. 2011). De même au Sénégal, la mortalité palustre a diminué de 16,6% de 2007 à 2008 après introduction des CTA en 2006 (PNLP-Sénégal 2008). La plus grande inquiétude actuelle est l’émergence de résistance des plasmodies à l’artémisinine observée au sud-est de l’Asie et la miseen évidence dans plusieurs pays de l’augmentation du délai de clairance des parasites (Dondorp et al. 2009; Ashley et al. 2014). Il faut ajouter à cela le phénomène de faux médicaments inactifs mis en circulation (Atemnkeng et al. 2007).
Lecture de la goutte épaisse
La lame est lue sur un microscope à immersion à objectif *100. On rencontre trois espèces de plasmodium à Dielmo : P. falciparum, P. malariae et P. ovale. Ces espèces peuvent être visibles sous trois formes : trophozoïtes, schizontes et gamétocytes. La lecture se fait en comptant les parasites pour 100 leucocytes trouvés. La lecture peut se faire aussi sur 200 champs microscopiques au cas où la parasitémie est inférieure à 1% en y comptant tous les parasites rencontrés. Les formes sexuées sont comptées séparément sur 200 champs et ne sont pas prises en compte dans la densité parasitaire. La densité parasitaire est donc exprimée en X parasites pour 100 leucocytes ou en X parasites par 200 champs microscopiques. Si le nombre de leucocytes dépasse 100, la parasitémie est ramenée à X parasites pour 100 leucocytes par « une règle de trois ». Cette densité parasitaire peut être aussi exprimée en parasites par microlitre de sang en la multipliant par 80 (un microlitre de sang contenant en moyenne 8000 leucocytes). L’examen microscopique de 200 champs couvre environ 0,5µl de sang (Rogier et al. 2009).
Suivi parasitologique et clinique
La population de Dielmo fait l’objet d’un suivi étroit et actif (24h/24 et 7j/7) toute l’année.
Une prise de sang capillaire pour la confecion de goutte épaisse est faite chez toute personne fébrile détectée lors de la visite journalière ou se présentant au dispensaire de la station. Trois gouttes épaisses sont établies, une lue sur- le- champ (1 à 2h) en vue d’une prise de décision thérapeutique. Les lames sont ensuite acheminées sur Dakar dans le laboratoire de paludologie pour une lecture de précision. Les résultats de cette lecture sont stockés dans une base de données dans le logiciel 4D et permettent d’estimer la morbidité palustre. Après consultation, tout patient présentant une température axillaire supérieure ou égale à 38°C et ayant une densité parasitaire supérieure ou égale au seuil établi (Roucher et al. 2012) est considéré comme souffrant du paludisme. Cependant, depuis 2011, toutes les personnes fébriles avec présence de parasites dans le sang sont traitées indépendamment du seuil établi.
Deux accès palustres chez une même personne ne seront considérés comme distincts l’un de l’autre que s’ils sont séparés par au moins 15 jours. Notons que depuis juillet 2008, les populations sont sous couverture totale c’est à dire qu’à chaque lit, sa moustiquaire. Les moustiquaires ont été toutes remplacées en juillet 2011 suite à une recrudescence des accès palustres dans le village (Trape et al. 2011).
Accès palustre à Plasmodium falciparum
À Dielmo, un accès palustre à Plasmodium falciparum est défini par des manifestations cliniques (température axiale supérieure ou égale à 38°C, asthénie, céphalée…) associées à une densité parasitaire supérieure ou égale au seuil correspondant à l’âge du malade (Roucher et al. 2012). Ce seuil a été mis en évidence suite à quatre mois de suivi parasitologiques et cliniques de la population de Dielmo puis a été repris par Roucher et al en 2012, et est en rapport avec le niveau de transmission et donc d’immunité acquise (Rogier et al. 1996; Roucher et al. 2012). Notons cependant que depuis, fin 2011, toute personne ayant un diagnostic positif du paludisme est traité indépendamment du seuil. Cependant, dans le souci d’uniformiser notre méthode d’estimation des cas palustres, seuls les accès avec uneparasitémie supérieure ou égale au seuil a été considéré dans cette thèse jusqu’en 2012. Il faut aussi noter que les accès actuels à Dielmo sont associés dans la quasi-totalité à une forte parasitémie et donc il n’y a plus trop de différence dans l’estimation de la morbidité enconsidérant ou non le seuil.
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Table des matières
Introduction générale
Première partie : Synthèse bibliographique
Chapitre I : Généralités sur le paludisme
I. Définitions
II. Agents pathogènes
1. Description de l’agent pathogène (les plasmodies)
1.1. Plasmodium falciparum
1.2. Plasmodium malariae
1.3. Plasmodium ovale
1.4. Plasmodium vivax
2. Cycle de développement du Plasmodium
2.1. Phase asexuée chez l’homme
2.1.1. Phase exoérythrocytaire
2.1.2. Phase érythrocytaire (schizogonie érythrocytaire)
2.2. Phase sexuée chez l’anophèle ou sporogonie
III. Diagnostic du paludisme
1. Diagnostic clinique
2. Diagnostic biologique
2.1. Goutte épaisse et frottis mince
2.2. Tests de diagnostic rapide (TDR)
2.3. Tests moléculaires : la PCR
IV. Immunité antipaludique
Chapitre II : Lutte contre le paludisme
I. Différents moyens de lutte
1. Moustiquaires imprégnées à longue durée d’action (MILDA)
1.1. Historique
1.2. Des moustiquaires imprégnées aux moustiquaires imprégnées à longue durée d’action
1.3. Moustiquaires imprégnées à longue durée d’action (MILDA) : les chiffres
2. Pulvérisation intradomiciliaire d’insecticides à effet rémanent (PII)
3. Combinaisons thérapeutiques à base d’artémisinine (CTA)
4. Stratégie des 3 T : Tester, Traiter et Tracer
4.1. Tester
4.2. Traiter
4.3. Tracer
5. Traitement préventif intermittent (TPI)
5.1. TPI chez les femmes enceintes
5.2. TPI chez le jeune enfant et chez les enfants (Chimioprévention du paludisme saisonnier)
II. Impact des moyens de lutte
1. Impact des moustiquaires imprégnées à longue durée d’action (MILDA)
2. Impact de la pulvérisation intradomiciliaire d’insecticides à effet rémanent (PII)
3. Impact des combinaisons thérapeutiques à base d’artémisinine (CTA)
4. Impact du traitement préventif intermittent (TPI)
Chapitre III : Défis dans la lutte contre le paludisme
I. Absence de vaccin
II. Résistance des anophèles aux insecticides
III. Résistance de Plasmodium aux médicaments antipaludiques
IV. Perte d’immunité et décalage de l’âge dans la survenue des accès palustres
V. Question de contrôle, d’élimination et d’éradication du paludisme
Deuxième partie : Travaux de thèse
Chapitre I : Problématique de recherche
Chapitre II : Matériel et méthodes
I. Site de l’étude : Dielmo
II. Procédures de suivi
1. Diagnostic des accès palustres
1.1. Confection de la goutte épaisse
1.1.1. Matériel 43
1.1.2. Mode opératoire
1.2. Lecture de la goutte épaisse
2. Suivi parasitologique et clinique
2.1. Accès palustre à Plasmodium falciparum
2.2. Suivi du portage asymptomatique
3. Prise en charge des malades
4. Suivi entomologique
5. Enquête moustiquaire
6. Calcul de la densité d’incidence
Chapitre III : Résultats
Étude n° 1 : Paludisme chez les adultes de 2006 à 2012 à Dielmo
Préambule
Présentation de l’étude
Résultats obtenus
1. Morbidité palustre chez les adultes comparée à celle des enfants de 2006 à 2012
2. Prévalence palustre chez les adultes de 2006 à 2012
3. Utilisation des moustiquaires à Dielmo
Principaux résultats
Conclusion
Étude n° 2 : Déterminants des accès palustres chez les adultes avant la mise en place des moustiquaires imprégnées de 1990 à 2008
Préambule
Présentation de l’étude
Article 1
Principaux résultats
Conclusion
Étude n° 3 : Recherche de facteurs impliqués dans la recrudescence des accès palustres à Dielmo entre 2010 et 2011
Préambule
Présentation de l’étude
Article 2
Principaux résultats
Conclusion
Étude n° 4 : Évaluation des facteurs de risque du paludisme en 2013 suite à une légère augmentation anormale des cas palustres
Préambule
Présentation de l’étude
Article 3
Principaux résultats
Conclusion
Étude n° 5 : Incidence du paludisme chez les captureurs de moustiques par la méthode de capture sur appâts humains
Préambule
Présentation de l’étude
Article 4
Principaux résultats
Conclusion
Chapitre IV : Discussion générale
Paludisme chez les adultes de 2006 à 2012 à Dielmo
Déterminants des accès palustres chez les adultes avant la mise en place des moustiquaires imprégnées
Facteurs de risque du paludisme dans un contexte de diminution importante de la maladie …… 133 Incidence du paludisme chez les captureurs de moustiques par la méthode de capture sur appâts humains
Conclusion générale et perspectives
Références bibliographiques
