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Biologie des Fusarium
Les champignons du genre Fusarium sont parmi les champignons imparfaits telluriques les plus agressifs. Ils survivent dans le sol où ils croissent sur des débris de plantes ou survivent en forme de chlamydospores. Les chlamydospores restent dormantes et immobiles jusqu´à la stimulation de la germination par des substrats organiques ou exsudats racinaires. Suite à la germination, il y a formation d´un mycélium. En présence d’une plante hôte, le mycélium envahit les racines suite à la pénétration de l´épiderme (Beckman et Roberts, 1995).
Ils causant des flétrissements et des pourritures racinaires de plusieurs espèces végétales. Ces microorganismes peuvent causer des ravages sur les cultures en plein champ comme sur les denrées stockées, suite à des contaminations pré et post-récoltes. Les espèces du genre Fusarium peuvent ainsi attaquer les céréales (maïs, blé, orge, avoine), des légumes, les plantes ornementales et beaucoup d’arbres fruitiers. Des espèces telles que F. oxysporum f. sp. cubense et F. graminearum causent des pertes économiques considérables (Ploetz, 1990). La dernière a entrainé la perte de plusieurs milliards de dollars par l’attaque des épis de blé et d’orge aux États-Unis (Windels, 2000).
Certaines espèces telles que F. graminearum ont un nombre restreint d’hôtes (Goswami et Kistler, 2004) et d’autres telles que F. oxysporum et F. moniliforme en attaquent plusieurs. Fusarium oxysporum a plusieurs formes spécialisées ou formae specialis (f.sp.) qui infectent souvent une variété d’hôtes et provoquent diverses maladies.
Fusarium pathogène de la Tomate
La tomate constitue une culture maraîchère très importante mais comme toute culture. Elle est soumise aux contraintes biotiques que constituent les organismes phytopathogènes. Parmi ces agents, il est important de noter la fusariose surtout due à deux formes spéciales Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici et F. oxysporum f. sp. Radicis lycopersici. Cette maladie fongique cause des baisses de rendement et pertes économiques. La forme spéciale Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici est responsable d’une fusariose dévastatrice chez la tomate, il ne s’attaque qu’à certains cultivars. Les plantes infectées par ce champignon du sol présentent un jaunissement des feuilles et un flétrissement se propageant à partir de la base de la tige. Au début, les symptômes ne sont visibles que sur une seule moitié de la surface des feuilles, des branches ou des plantes, avant de se propager sur l’ensemble de la plante.
F. oxysporum f. sp. Radicis lycopersici qui est une des formes spéciales attaquant la tomate a une croissance mycélienne optimale à la température de 25°C (Hibar, 2002). Ces champignons sont responsables du flétrissement des plantes de tomate suite à la pourriture de la racine et du collet (Ozbay et Newman, 2004). Ils envahissent les plantes par les plaies et les ouvertures naturelles provoquées lors de la poussée radiculaire. Leur propagation s’effectue via le xylème, provoquant le brunissement des vaisseaux vers le haut, sans affecter la moelle (Benhamou, 1992). La forme spéciale F. oxysporum f. sp. Radicis lycopersici est rapportée pour la première fois au Japon en 1969 (Menzies et Jarvis, 1994). Elle s’est rapidement répandue à travers le monde entier (Chérif et Benhamou, 1990). Elle était responsable de pertes des rendements et économiques importantes sur la production de tomate dans le monde avant le développement de variétés et de porte-greffes résistants (Lagopodi et al., 2002).
Fusarium pathogène du Sésame
Sesamum indicum L. de nombreuses cultures comme est sensible à la fusariose. L’une des maladies les plus graves du sésame (Sesamum indicum L.) est le flétrissement causé par F. oxysporum f.sp. sesami (El-Bramawy et al., 2008). F. oxysporum f.sp. sesami survit dans le sol pendant plusieurs années. Il entraine des pertes de rendements énormes pour cette culture et (Sahab et al., 2008 ; Elewa et al., 2011 ; Ziedan et al., 2011). Cependant il existe des génotypes de Sesamum indicum moins sensibles à l’infection causée par F. oxysporum f.sp. sesami (El-Bramawy et al., 2008 ; Sahab et al., 2008).
Méthodes de lutte contre les Fusarium pathogènes
La protection des végétaux est un ensemble de moyens de lutte contre tout ennemi de tout matériel végétal surtout à usage humaine. La protection classique des végétaux correspond à une série de travaux que l’agriculteur doit exécuter en suivant une certaine programmation dans le choix des différents moyens mis à sa disposition. Ces moyens de défense sont nombreux et peuvent être classés en plusieurs catégories. Pour la protection des plantes, nous pouvons utiliser plusieurs types de méthodes soit la lutte chimique, la lutte biologique et la lutte physique (Vincent et Panneton, 2001).
Généralement parlant de la protection des végétaux nous avons tendance à considérer uniquement la lutte chimique, elle est perçue comme le moyen le plus efficace. Ce comportement est dû au fait que cette méthode lutte est celle qui a fait l’objet de plus de recherches, de la plus grande diffusion, et est la plus préconisée pour diverses attaques.
Certains produits phytosanitaires surtout les fongicides de synthèse connaissent de plus en plus des limites d’emploi. Les fongicides de synthèse ne sont pas efficaces contre toutes les fusarioses. Leur utilisation répétée peut entraîner lʼapparition de souches résistantes. Quand ils sont utilisés, les Fusarium peuvent réduire les symptômes apparents pendant que le taux de mycotoxines augmente (Magan et al., 2002). Les fongicides de synthèse tels que hymexazol, benomyl et manèbe testés in vitro sur la croissance mycélienne et in vivo sur l’agressivité de F. oxysporum f. sp. radicis-lycopersici. Seul l’hymexazol s’est avéré efficace (Hibar et al., 2007).
Souvent, les fongicides de synthèse sont aussi à l’origine de la pollution de lʼenvironnement.
Leurs résidus peuvent s’accumuler dans les produits agricoles dont les fruits (Ozbay et Newman, 2004 ; Daami-Remadi et El Mahjoub, 2006 ; Hibar et al., 2006, 2007). Trichoderma harzianum peut inhiber la croissance mycélienne du F. oxysporum f. sp. radicislycopersici de plus de 65 % par rapport au témoin après quatre jours d’incubation à 25 °C (Hibar et al., 2005). Cependant cette inhibition peut être inférieure à 20% dans le cas de Bacillus thuringiensis. Cela s’explique par une résistance due en partie au fait que B. thuringiensis est beaucoup plus utilisé pour ses propriétés insecticides que fongicides (Hibar et al., 2007).
La protection des récoltes par des végétaux est une technique ancienne qui autrefois était connue par les cultivateurs. Partout dans le monde entier certains producteurs utilisent des plantes répulsives ou à effets biocides pour préserver leurs récoltes et stockes contre des organismes nuisibles. Certains extraits de plantes peuvent constituer une alternative aux substances chimiques qui présentent des risques pour la santé humaine et pour l’environnement (Zhang et al., 2010).
Utilisations d’extraits plantes dans la protection des végétaux
La lutte biologique est l’une des formes non chimique de contrôle des ravageurs de récoltes et des mauvaises herbes pour assurer une meilleure production (Kouassi, 2001 ; Hibar et al., 2005). Cette méthode peut être traditionnelle, moderne, très élaborée ou une synthèse de plusieurs techniques. Elle doit permettre de lutter contre les ennemis des cultures.
Elle est écologiquement rentable car permet d’éviter l’utilisation des fongicides chimiques à longue durée d’action (Zhang et al., 2010). Elle peut se faire par l’utilisation d’extraits actifs à base de végétaux dont Jatropha curcas et Azadirachta indica.
Jatropha curcas (L)
Taxonomie de Jatropha curcas (L)
Le naturaliste suédois Carolus Linnaeus (1753) a été le premier à nommer le pourghère, Jatropha (Kumar et Sharma, 2008) d’où le nom de l’espèce Jatropha curcas (L). Le Jatropha est originaire du Mexique et d’Amérique centrale (Heller, 1996). Malgré les controverses apportées par l’utilisation de l’outil moléculaire la classification retenue est utilisée par Heller (1996).
Règne: Plantae
Sous-règne: Magnoliophyta
Classe: Magnoliopsida
Ordre: Malpighiales
Famille: Euphorbiaceae
Sous-famille: Crotonoideae
Tribu: Jatropheae
Genre: Jatropha
Espèce: Jatropha curcas (L)
Huile de Jatropha curcas (L)
Jatropha curcas est originaire d’Amérique, il est réparti en zones tropicales et subtropicales d’Afrique et d’Asie. Jatropha curcas est un arbuste, qui peut atteindre une hauteur de 3 à 5 mètres. Mais dans des conditions favorables conditions, il peut atteindre une hauteur de 8 ou 10 mètres. Comme toutes les plantes de sa famille il contient du latex au niveau des tiges et des feuilles. Les graines de pourghère ont une forte teneur en huile, qui peut être utilisée comme du biodiésel c’est-à-dire un substitut du gazole. Cependant, les graines de Jatropha curcas sont généralement toxiques pour les humains et les animaux (Makkar et al., 1998 ; Wang et al., 2002).
Utilisations phytosanitaires de Jatropha curcas (L)
Les graines de Jatropha curcas contiennent près de 60% d’huile riche en acides gras, mais elles sont toxiques pour la consommation animale et humaine (Wang et al., 2002). L’huile de Jatropha curcas peut être utilisée comme un biopesticide (Nash, 2005). L’huile de Jatropha curcas contient des esters de phorbol, de méthanol, d’éthanol et de pétrole. Ils peuvent être utilisés comme antifédants et biopesticides contre différents insectes. L’analyse chimique des extraits de cette huile a mise en évidence les esters de phorbol comme toxiques pour les animaux et l’homme (Makkar et al., 1998). Ces esters isolés montrent des propriétés molluscicides, insecticides et fongicides (Solsoloy et Solsoloy, 1997). La quantité d’esters varie en fonction du pays d’origine des graines (Makkar et al., 1998). Les esters de phorbol (Phorbol-12-myristate-13-acétate) sont identifiés comme les principaux composants toxiques de la majeure partie des espèces de Jatropha (Makkar et Becker, 1997). Ils agissent de manière préférentielle sur les membranes biologiques. Ils sont présents dans l’amande des graines de Jatropha curcas à des concentrations variant de 0,1 à 0,7 % de la matière sèche. Dans certaines variétés de Jatropha, notamment mexicaines, la concentration des esters de phorbol est de 0,01 % de la matière sèche (Makkar et Becker, 2009). Des extraits issus de différentes parties de Jatropha curcas sont utilisés pour la protection naturelle au champ des cultures ou le stockage de denrées (Tableau 2).
Propriétés insecticides de Jatropha curcas (L)
Les esters de phorbol sont insecticides, ils peuvent protéger le cotonnier contre un lépidoptère qui est un de ses nombreux ravageurs. La concentration de 3 μg.g-1 inhibe de plus 50 % la croissance des parasites sur milieu de culture alors que celle de 20 μg.g-1 est létale (Marshall et al., 1985). Les extraits de graines de Jatropha curcas sont toxiques pour Sitophilus zeamaise (Ohazurike et al., 2003). Beaucoup d’insectes sont cependant sensibles aux esters de méthanol si les concentrations varient de 125 ppm à 250 ppm (Dowlathabad et al., 2010). Les émulsions d’huile de Jatropha curcas à la dose de 10 % réduisent de 90 % les dommages causés par Sitophilus zeamais (Coleoptera: Curculionidae) sur les stocks de grains de maïs. Tandis que à la concentration de 5 % ces émulsions protègent à 90 % les stocks de grains de haricot mungo contre les attaques de Callosobruchus chinensis (Coleoptera: Bruchidae) (Solsoloy et al., 1997). L’huile de Jatropha curcas L est efficace contre 37 espèces d’insectes (Ratnadass et Wink, 2012). Elle a un potentiel biopesticide contre les termites (Odontotermes obesus) et les blattes (Blattela germanica). Une concentration de 10% d’huile peut provoquer une mortalité de 100 % en 48 heures pour les termites et en 72 heures pour les blattes (Demissie et Ede, 2013). Aux concentrations de 5 et 7,5% l’huile de Jatropha curcas est un insecticide pour les principaux ravageurs du niébé (Vigna unguiculata L). L’effet biocide des traitements appliqués augmente avec la concentration (Habou et al., 2011).
Dans la littérature c’est généralement l’effet insecticide de l’huile de Jatropha curcas qui est le plus développé, c’est le cas des travaux de Habou et al. (2011), Ratnadass et Wink (2012) et Demissie et Ede (2013).
Propriétés fongicides de Jatropha curcas (L)
Le Jatropha curcas a une activité antifongique (Saetae et Suntornsuk, 2010). Son huile peut jouer un rôle important dans la lutte contre certaines maladies fongiques telle que la fusariose. Les extraits de graines de Jatropha curcas peuvent inhiber la croissance du mycélium de Colletotrichum musae champignon responsable de l’anthracnose de la banane (Thangavelu et al., 2004). L’huile de Jatropha curcas peut inhiber in vitro la croissance mycélienne de champignons pathogènes des plantes dont Fusarium chlamydosporum (Srivastava et al., 2012). L’inhibition de la croissance mycélienne de six champignons pathogènes de plantes dont F. oxysporum est proportionnelle aux concentrations d’huile dans le milieu de culture (Gaikwad et al., 2013).
Azadirachta indica (A. Juss)
Taxonomie de Azadirachta indica (A. Juss)
Le Neem est connu sous le nom scientifique de Azadirachta indica (A. Juss) et a été décrit pour la première fois en 1830 par Adrien de Jussieu. La taxonomie du neem que nous avons retenue est celle utilisée par Schmutterer (1995).
. Ordre : Rutales
. Sous ordre : Rutineae
. Famille : Meliaceae
. Sous famille : Melioideae
. Genre : Azadirachta
. Espèce : Azadirachta indica (A. Juss)
Huile de Azadirachta indica (A. Juss)
Le Neem ou Margousier est un arbre sauvage dont la croissance est rapide et la durée de vie très longue. Azadirachta indica est originaire de l’Inde, il est réparti en zones tropicales sèches et subtropicales d’Océanie, d’Asie, d’Afrique et d’Amérique. Il pousse de préférence dans les régions tropicales et subtropicales. C’est un arbre peu exigeant qui s’adapte facilement aux conditions pédoclimatiques de son environnement (Schmutterer, 1995).
L’efficacité de l’extrait sur l’inhibition in vitro de la croissance mycélienne des champignons pathogènes est fonction mode de préparation. Les extraits alcooliques à partir de graines et de feuilles sont plus efficaces que ceux aqueux pour contrôler les champignons Pythium aphanidermatum, Alternaria alternata, Bipolaris sorokiniana, Fusarium oxysporum, Helminthosporium sp. Thilaeviobsis sp. (Al-hamzi, 2013).
Utilisations phytosanitaires de Azadirachta indica (A. Juss.)
Azadirachta indica (A. Juss), un arbre de la famille des Meliaceae est originaire d’Inde et probablement la plus utilisée des plantes médicinales de cette localité (Biswas et al., 2002). Contrairement aux pesticides de synthèse, l’utilisation des extraits de A. indica présente une innocuité pour l’environnement, et est sans effet sur les faunes bénéfiques et non toxique pour l’homme (Bélanger et Musabyimana, 2005 ; Regnault-Roger, 2007). Azadirachta indica est traditionnellement très utilisé dans la protection des récoltes. Il constitue un moyen de lutte très accessible, sans coût et risques pour la santé humaine, animale et l’environnement. Ainsi les formulations à base de A. indica peuvent au besoin être préparées par les producteurs. Dans la littérature ce sont les extraits à l’aide de solvants qui sont les plus documentés.
Les feuilles, l’écorce et les graines de Azadirachta indica contiennent différents principes actifs à multiples applications thérapeutiques (Tableau 3).
Préparation du milieu de culture
Le milieu est préparé en ajoutant 39 g de PDA prêt à l’emploi dans 1L d’eau distillée. Le tout est remué à l’aide d’un agitateur magnétique à barreau aimanté et plaque chauffante. Le pH final du milieu est ajusté à 5,6 grâce à une solution d’acide chlorhydrique. Nous avons réalisé 2,6 l de milieu PDA. Ce volume est réparti dans des erlenmeyers de 100 ml puis stérilisé à l’autoclave à 121°C, sous une pression égale 1bar pendant 30 minutes ensuite il est refroidi sous la hotte.
Doses testées
Des concentrations de 0,75% ; 1% ; 2% ; 3% ; 4% ; 5% d’huiles de Jatropha curcas et de Azadirachta indica sont réalisées par la méthode de dilution au cours du refroidissement du milieu PDA. Nous avons introduit 0,75 ml ; 1 ml ; 2 ml ; 3 ml ; 4 ml ; 5 ml d’huile de Jatropha curcas (L) ou de Azadirachta indica (A. Juss) dans respectivement 99,25 ml ; 99 ml ; 98 ml ; 97 ml ; 96 ml ; 95 ml de milieu PDA sous la hotte à l’aide de pipette de 5ml stérile. Chaque préparation de 100 ml est coulée dans 5 boites de Pétri de 90 mm de diamètre.
Une lettre A (Azadirachta indica) ou J (Jatropha curcas) est inscrite sur le couvercle de chaque boite de Pétri. Pour avec chaque huile, nous avons obtenu au total 60 boites de Pétri a raison de 5 par concentration. Cette lettre est suivie d’un chiffre (0,75 ; 1 ; 2 ; 3 ; 4 ; 5) qui indique le pourcentage d’huile de Jatropha curcas ou de Azadirachta indica utilisé. Ces boites sont réparties pour chaque isolat fongique en 6 concentrations de 5 répétitions chacune. 200 ml de milieu PDA sans huile sont également coulés dans 10 boites de Pétri. Ces dernières sont utilisées pour les traitements contrôles (témoins) avec 5contrôles par isolat. 26 traitement de 5 répétitions chacun sont réalisés et donnent au totale 130 boites de Pétri.
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Table des matières
Introduction
Synthèse Bibliographique
I-1. Généralités sur le genre Fusarium
I-1-1. Caractéristiques des Fusarium
I-1-2. Taxonomie
I-1-3. Mycotoxines
I-1-4. Biologie des Fusarium
I-1-4-1. Fusarium pathogène de la Tomate
I-1-4-2. Fusarium pathogène du Sésame
I-2. Méthodes de lutte contre les Fusarium pathogènes
I-3. Utilisations d’extraits plantes dans la protection des végétaux
I-3-1. Jatropha curcas (L)
I-3-1-1. Taxonomie de Jatropha curcas (L)
I-3-1-2. Huile de Jatropha curcas (L)
I-3-1-3. Utilisations phytosanitaires de Jatropha curcas (L)
I-3-1-3-1. Propriétés insecticides de Jatropha curcas (L)
I-3-1-3-2. Propriétés fongicides de Jatropha curcas (L)
I-3-2. Azadirachta indica (A. Juss)
I-3-2-1. Taxonomie de Azadirachta indica (A. Juss)
I-3-2-2. Huile de Azadirachta indica (A. Juss)
I-3-2-3. Utilisations phytosanitaires de Azadirachta indica (A. Juss.)
I-3-2-3-1. Propriétés insecticides de Azadirachta indica (A. Juss)
I-3-2-3-2. Propriétés fongicides d’Azadirachta indica (A. Juss)
Matériel et Méthodes
II-1. Matériel
II-1-1. Matériel fongique
II-1-2. Matériel antifongique
II-1-3. Milieu de culture
II-2. Méthodes
II-2-1. Protocole d’isolement
II-2-2. Préparation du milieu de culture
II-2-3. Doses testées
II-2-4. Culture des isolats fongiques
II-2-5. Paramètres mesurés
II-2-5-1. Croissance mycélienne
II-2-5-2. Calcul du pourcentage d’inhibition
II-3. Analyses statistiques
Résultats et discussion
III-1. Croissance mycélienne des deux isolats suivant les différents traitements en fonction du temps d’incubation
III-1-1. Croissance mycélienne de l’isolat F1 suivant les différents traitements en fonction du temps d’incubation
III-1-2. Croissance mycélienne de l’isolat F2 suivant les différents traitements en fonction du temps d’incubation
III-2. Comparaison au dernier jour de la croissance mycélienne des isolats suivant les différentes concentrations d’huiles de Jatropha curcas (J) et de Azadirachta indica (A)
III-2-1. Comparaison au dernier jour de la croissance mycélienne de l’isolat F1 suivant les différentes concentrations d’huiles de Jatropha curcas (J) et de Azadirachta indica (A)
III-2-2. Comparaison au dernier jour de la croissance mycélienne de l’isolat F2 suivant les différentes concentrations d’huiles de Jatropha curcas (J) et de Azadirachta indica (A)
III-2-3. Comparaison au dernier jour de la croissance mycélienne des isolats F1 et F2 suivant les différentes concentrations d’huiles de Jatropha curcas (J) et de Azadirachta indica (A).
III-3. Comparaison au dernier jour des pourcentages d’inhibition de la croissance mycélienne des isolats F1 et F2 suivant les différentes concentrations d’huiles de Jatropha curcas (J) et de Azadirachta indica (A)
III-3-1. Comparaison au dernier jour des pourcentages d’inhibition de la croissance mycélienne de l’isolat F1 suivant les différentes concentrations d’huiles de Jatropha curcas (J) et de Azadirachta indica (A)
III-3-2. Comparaison au dernier jour des pourcentages d’inhibition de la croissance mycélienne de l’isolat F1 suivant les différentes concentrations d’huiles de Jatropha curcas (J) et de Azadirachta indica (A)
Conclusions et Perspectives
Références Bibliographiques
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