Criblage viral et identification des repas sanguins

Criblage viral et identification des repas sanguins

PRÉSENTATION DU VIRUS DE LA FIÈVRE DE LA VALLÉE DU RIFT

La fièvre de la Vallée du Rift (FVR) est provoquée par un arbovirus (VFVR) appartenant à la famille des Bunyaviridae et au genre Phlebovirus (Bird et al., 2009). Ce virus transmis par des Culicidae (moustiques) possède une enveloppe lipidique avec 2 glycoprotéines de surface G1 et G2 et son génome est constitué de 3 segments « large (L) », « medium (M) » et « small (S) ». Ce virus à ARN est capable de supporter un cycle avec des réplications alternatives chez des hôtes vertébrés et invertébrés grâce à une grande plasticité génétique et à un taux élevé de mutation (Holland et al., 1998).
Le virus de la FVR circule habituellement chez les animaux sauvages selon un cycle sauvage (cycle selvatique) dont les modalités sont encore mal définies. Le virus peut également adopter un cycle domestique et atteindre des animaux domestiques ou de rente (bovins, ovins, caprins) et provoquer d’importantes épizooties accompagnées d’un fort taux de mortalité et d’avortement. Le virus FVR est zoonotique, signifiant qu’il peut également affecter l’homme qui est considéré comme un hôte accidentel. Chez ce dernier, le virus peut être à l’origine de fièvres hémorragiques d’issue souvent fatale (Davies et al., 2006).

TRANSMISSION VECTORIELLE

Bien que les Phlébovirus sont en général transmis par des phlébotomes (Diptères,Psychodidae ), le virus FVR est transmis par des Culicidae (Flick et al., 2005). Les moustiques connus pour être vecteurs de ce virus sont nombreux (tableau 1). En général, ils appartiennent aux genre Culex et Aedes (Chevalier et al., 2005) mais le virus a également été détecté chez les genres Anopheles, Mansonia, Eretmapodites et Coquillettidia (Bird et al., 2009). Ces moustiques jouent le rôle de vecteurs biologiques qui sont essentiels au maintien du virus. La transmission du virus se fait principalement de manière horizontale (le moustique s’infecte lors d’une piqûre sur un vertébré virémique), mais chez des espèces comme Aedes mcintochi la transmission verticale (transmission
trans-ovarienne: une femelle infectée peut infecter sa descendance) a été mise en évidence (Chevalier et al., 2008). Les moustiques du genre Culex jouent aussi un rôle important car ils possèdent une capacité vectorielle élevée (Bird et al., 2009). Le pathogène est transféré du lieu de
l’injection aux noeud lymphatiques. Il y a ensuite réplication puis déclenchement de la virémie. Le cycle de transmission de la FVR le mieux caractérisé est le cycle domestique (Figure 2).
Les périodes d’épizooties, durant lesquelles la transmission est intense, sont entrecoupées de périodes dites d’inter-épizooties qui peuvent durer plusieurs années, avec une subite réapparition du virus. Bien que le rôle de transmission verticale dans le maintien du virus ait été démontré, l’existence d’un cycle sauvage jouant le rôle de réservoir de virus a également été évoqué (Geering et al., 2003 ; AFSSA, 2008 ; Bird et al., 2009). Cette hypothèse est confirmée par des études qui mettent en évidence une circulation du virus chez l’homme dans des zones où le bétail est absent (Nakounne et al., 2000). Par ailleurs, le virus a également été isolé chez des moustiques exclusivement forestiers (Aedes (Neomelaniconion) gr. palpalis) (Cordellier et al., 1976), et des anticorps spécifiques au virus de la FVR ont été détectés en République d’Afrique Centrale chez des vertébrés sauvages comme le zèbre et l’éléphant (Evans et al., 2007). En dépit de toutes ces informations, la compréhension de la circulation du virus entre le cycle sauvage et le cycle domestique n’est pas encore totale. En effet, les hôtes et les vecteurs intervenant dans le maintien du virus dans le cycle sauvage restent encore largement méconnus. Le virus pourrait circuler grâce à des contacts directs entre animaux sauvages et domestiques, par des vecteurs ou par l’intermédiaire d’espèces qui circulent dans les deux milieux (rongeurs).
Le VFVR a aussi été isolé à partir d’autres arthropodes (phlébotomes, simulies, cullicoides, tiques (Fontenille et al., 1998 ; Gerdes, 2004 ; AFSSA, 2008 ; Bird et al., 2009) qui pourraient permettre une transmission mécanique bien que celle-ci n’aie jamais été démontrée.

TRANSMISSION DIRECTE

La transmission peut aussi se faire de manière directe. En effet, quand les bovins, les ovins et les caprins présentent une forte virémie, et sont en grand nombres, ils peuvent jouer le rôle d’hôtes amplificateurs. Ces hôtes vont permettre la transmission directe d’un animal infecté à un animal sain grâce à la capacité du virus à se transmettre par des aérosols . La contamination se fait par contact avec des animaux morts, des avortons ou tissus biologiques souillés (placenta) (Geering et al., 2003 ; AFSSA, 2008 ; Chevalier et al., 2008 ; Bird et al., 2009). De la même manière, l’homme peut se contaminer au contact d’un animal infecté via le sang, la viande fraîche, le lait …)
Les personnes les plus exposées à ce virus sont les professionnels de la filière de l’élevage, et en
particulier ceux chargés de l’abattage et de la découpe de la viande.

MESURES DE CONTRÔLE DE LA FVR

La détection de la FVR est possible grâce à la mise en place de systèmes de surveillance passive et active. Ces systèmes vont permettre de centraliser et d’analyser les informations qui leur parviennent afin de détecter au plus vite le déclenchement d’événements épizootiques ou épidémiques. Les informations qui sont collectées peuvent provenir de nombreuses sources: les professionnels de l’élevage, les médecins. Cette surveillance implique donc de former et d’informer les personnes à risques. Lors de suspicions, il est essentiel de confirmer rapidement qu’il s’agit bien du VFVR car il existe de nombreuses pathologies avec une expression clinique similaire (ex:
maladie de Wesselsbron, fièvre catarrhale ovine, fièvre aphteuse…) (Geering et al., 2003, Davies et
al., 2006). Chez l’homme, la FVR peut être confondue avec une méningite (AFSSA, 2008). La confirmation peut se faire grâce à l’isolement du virus (culture cellulaire) ou par l’emploi de méthodes moléculaires (RT-PCR ou sérologiques (détection IgM ou IgG).
Pour les animaux, le vaccin vivant atténué « Smithburn », peu coûteux à produire, peut être utilisé lors d’épizootie. Bien qu’assez efficace, ce vaccin ne peut cependant pas être utilisé sur les femelles gestantes, car il provoque des avortements et peut causer des effets neurologiques chez les jeunes animaux (Geering et al., 2003 ; Gerdes, 2004; OIE, 2005 ; AFSSA, 2008 ; Bird et al., 2009).
Concernant l’homme, il existe un vaccin humain (virus inactivé) contre la FVR. Cependant sa fabrication est coûteuse et difficile et il est donc utilisé pour protéger les personnes à risque (Gerdes, 2004 ; OIE, 2005). D’autres vaccins candidats sont en cours d’élaboration (MP-12, Clone 13) (Geering et al., 2003 ; Gerdes, 2004 ; OIE, 2005 ; AFSSA, 2008 ; Bird et al., 2009).

CONDITIONS DE L’ÉMERGENCE DE LA FVR

L’épidémiologie complexe de la FVR et les échanges commerciaux internationaux en constante augmentation élèvent le risque de dissémination de la maladie (et d’autres arboviroses telles que la dengue, le chikungunya,…) dans toute l’Afrique et dans l’Océan Indien (Zeller, 1997 ; InVS, 2009). La capacité du virus à infecter de nombreux vecteurs et de nombreux hôtes lui permet de se propager facilement dans des pays indemnes (cas de la péninsule arabique). L’existence d’un cycle sauvage encore mal connu est aussi un frein à la compréhension de cette zoonose. La force de transmission de la FVR est basée sur des interactions complexes entre moustiques vecteurs, vertébrés non-humains et humains(Wilson, 1994). En effet, l’impact de la FVR va dépendre de nombreux facteurs: La densité des populations d’hôtes et de vecteurs compétents présents, les conditions climatiques et des conditions environnementales.
En Afrique orientale et australe les conditions climatiques influencent directement les épisodes épizootiques et/ou épidémiques. En effet c’est lors de pluies abondantes qu’il y a une augmentation
des populations de moustiques. Dans ces conditions il peut y avoir une amplification virale importante. La périodicité de ces épisodes épizootiques et/ou épidémiques est donc influencée par
de nombreux facteurs (Lithicum et al., 1987, 1999). Des systèmes de prédictions basés sur l’étude des variations de la température de surface des océans (FAO, 2008; AFSSA, 2008) et sur l’étude de la végétation (Lithicum et al., 1999) permettent de prévoir de nombreux mois à l’avance le début
d’épizooties et/ou épidémies (Anyamba et al., 2009). Mais ces systèmes de prédictions ne sont pas adaptés à toutes les situations. En effet ces systèmes ont été mis en échec dans des zones où la circulation du virus reste incomprise. Les changements climatiques entrainent la modification de nombreux facteurs. Ces changements sont donc source d’inquiétude car ils ont une influence sur la
répartition et la densité de populations des vecteurs et donc sur l’épidémiologie du virus. Mais d’autres facteurs comme le commerce du bétail sont à l’origine de l’introduction du virus dans des zones indemnes (cas de l’Egypte). L’anthropisation du milieu est aussi un facteur important à prendre en compte. Dans le cas du Sénégal la fermeture d’un barrage a offert aux moustiques de nouveaux gîtes et a en même temps modifié la densité des populations d’hôtes en modifiant les ressources accessibles (Ndione et al., 2005). Les changements dans les modes d’élevage, avec par exemple la sédentarisation des populations d’éleveurs, l’importation de races européennes sensibles sont des facteurs qui influencent l’épidémiologie du virus (Wilson, 1994). La fréquence des épidémies risque donc d’augmenter dans les prochaines années (Wilson, 1994).

FVR EN AFRIQUE CENTRALE

Des études effectuées dans des pays d’Afrique Centrale comme la RCA montrent que le virus est parfois retrouvé chez des animaux et des vecteurs sauvages (Cordellier et al., 1976, Evans et al., 2007, Nakounne et al., 2000). Une étude sérologique menée sur l’homme en milieu rural (Pourrut et al., 2010) suggère une circulation importante du virus au Gabon. En effet, sur 212 villages surveillés, le taux de séroprévalence en IgG varie de 0 à 38 %. Ces résultats correspondent à des taux enregistrés durant des périodes d’inter-épidémie dans des pays ou la FVR est endémique (LaBeaud et al., 2007; Wilson et al., 1994; Woods et al., 2002). Ces résultats laissent à penser que
le VFVR circule au Gabon, mais les modalités de cette circulation sont encore inconnues. Le nombre d’animaux domestiques (ovins, caprins, bovins) étant presque nul, il est donc probable que
le virus se maintienne grâce à un cycle sauvage forestier. Cette hypothèse est appuyée par l’isolement du VFVR chez des moustiques forestiers Aedes (Neomelaniconion) gr. palpalis (Cordellier et al., 1976) en RCA. Par ailleurs, dans ce même pays des traces sérologiques (IgG) chez des pygmées vivants dans des régions de ce pays où les animaux domestiques sont virtuellement absents ont été détectées (Nakounne et al., 2000). La FVR étant souvent confondue avec le Paludisme, le nombres de cas déclarés est faible. Toutes ces informations montrent qu’il est
essentiel d’étudier les modes de circulation du virus.

Table des matières

RÉSUMÉ
ABSTRACT
REMERCIEMENTS
ABRÉVIATIONS
LISTE DES TABLEAUX
LISTE DES FIGURES
I.INTRODUCTION
I.1.Présentation du virus de la Fièvre de la Vallée du Rift
I.2.Historique et répartition
I.3.Transmission
I.3.1.Transmission vectorielle
I.3.2.Transmission directe
I.4.Impact
I.4.1.Économique
I.4.2.Sanitaire
I.5.Mesures de contrôle de la FVR
I.6.Conditions de l’émergence de la FVR
I.7.FVR en Afrique Centrale
II.OBJECTIFS DU STAGE
III.MATÉRIEL ET MÉTHODES
III.1.Site d’étude
III.1.1.Lieux et dates de captures
III.1.1.1.Lambaréné
III.1.1.2. Lopé
III.1.2.Collecte des Culicidae
III.1.2.1.Piège lumineux (CDC)
III.1.2.2.Capture sur Homme
III.1.3.Identification et mise en lot.
III.2.Analyse
III.2.1.Criblage viral
III.2.1.1.Broyage
III.2.1.2.Extraction d’ARN
III.2.1.3.PCR Pan-Phlébo
a)RT-PCR
b)PCR nichée
III.2.1.4. Migration et révélation
III.2.1.5. PCR en temps réel
III.2.1.6.Séquençage
III.2.2.Identification des repas sanguins
III.2.2.1.Extraction
III.2.2.2.Amplification, révélation
III.2.2.3.Séquençage
IV.RÉSULTATS
IV.1. Captures
IV.1.1.Lambaréné
IV.1.2.La Lopé
IV.2. Criblage viral et identification des repas sanguins
IV.2.1.Criblage viral
IV.2.1.1.RT-PCR pan-phlébo
IV.2.1.2.QRT-PCR
IV.2.1.3.Séquençage
IV.2.2.Repas sanguin
IV.2.2.1. Séquençage
V.DISCUSSION
V.1.Méthodes de captures
V.2.Méthodes de biologie moléculaires
V.2.1.Criblage viral
V.2.2.Identification des repas sanguins
VI.CONCLUSION 
BIBLIOGRAPHIE
ANNEXES

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