Correlation des caractéristiques clinico-pathologiques avec les polymorphismes révélés

TUMEURS BENIGNES

Ce sont des tumeurs fréquentes qui affectent les femmes en particulier avant 50 ans. Elles respectent la conformation glandulaire du tissu de départ et leur prolifération est lente. On distingue, tout d’abord, les fibroadénomes, issus des tissus épithélial et conjonctif et les adénomes, issus du tissu épithélial, apparaissant majoritairement dans la tranche d’âge de 20 à 30 ans et qui semblent sans relation avec l’incidence de cancers du sein. Il existe, ensuite, les masthopaties bénignes apparaissant plus tardivement, entre 40 et 50 ans et dont certaines sont liées à un risque accru de cancer du sein, comme dans le cas de la maladie fibrokystique(Dupont & Page, 1985). On connait, enfin, les hyperplasies épithéliales atypiques, qu’il est souvent difficile de distinguer des stades précoces de tumeurs malignes. Ainsi, l’hyperplasie canalaire ou lobulaire atypique représente une phase évolutive réversible d’environ 10% des épithéliomas in situ et constitue un important facteur de risque.

TUMEURS MALIGNES

Le processus de cancérisation classique de l’épithélium s’établit à partir d’une prolifération bénigne qui va progressivement tendre vers l’obstruction des cavités canalaires ou lobulaires pour dégénérer en carcinome in situ. Ce dernier se développe à l’intérieur des cavités et respecte l’intégrité de la membrane basale. Cependant, il évolue fréquemment en cancer invasif, c’est-à-dire que les cellules tumorales franchissent la barrière de la membrane basale pour envahir le stroma mammaire.
La classification distingue deux types de cancer in situ, canalaire et lobulaire, et cinq types de cancers invasifs, canalaire, lobulaire, colloïde, médullaire et papillaire. Les carcinomescanalaires invasifs représentent 91% des carcinomes invasifs, contre seulement 5% pour les lobulaires invasifs, 2% pour les papillaires, 1% pour les colloïdes et 1% pour les médullaires.

FACTEURS PRONOSTIQUES CLASSIQUES

Un certain nombre d’indicateurs sont utilisés afin de « prédire » le devenir d’une tumeur. Ils renseignent sur le degré d’évolution du cancer et sur sa capacité à métastaser. Ces facteurs pronostiques constituent une sorte de classification de la dynamique tumorale qui affine la classification histopathologique et pourra permettre d’adopter le protocole thérapeutique. Il est important de les décrire ici, car certains de ces indicateurs présentent des corrélations avec des événements génétiques observés dans le cancer du sein.

GRADE TUMORAL

Le grade histopronostique ou grade SBR (Scarff Blom et Richardson) est basé sur trois (3) paramètres : le degré de différenciation (aptitude à former des tubules), le pléomorphisme nucléaire (anisocaryose), l’index mitotique (nombre de mitose par champ), affectés chacun d’un score (Tableau I). Les trois critères sont additionnés pour obtenir un score total, classant la tumeur en grade I (scores 3, 4 ou 5), grade II (scores 6 ou 7) ou grade III (scores 8 ou 9). Le grade histopronostique témoigne de la différenciation et de l’agressivité tumorale. Il est clairque plus il est élevé, moins le pronostic est optimiste (Le Doussal et al., 1989).

AGE

Le système de défense immunitaire s’épuise avec l’âge et devient moins efficace, et les mutations génétiques s’accumulent au fur et à mesure que l’on vieillit. Les graisses contenues dans les tissus mammaires peuvent également être plus dangereuses à 60 ans, car elles contiennent plus de toxines accumulées avec le temps. Cependant, le jeune âge est un facteur de risque majeur de mauvais résultat dans le cancer du sein. Une analyse multivariée de plus de 4000 femmes de moins de 50 ans a démontré que le ratio est fixé à 1,0 pour les femmes de 40 à 44 et 45 à 49 ans ; de 1,8 pour celles de moins de 30 ans ; de 1,7 pour les femmes de 30 à34 ans ; et de 1,5 pour celles de 35 à 39. Ces différences sont statistiquement très significatives.

RECEPTEURS HORMONAUX

L’expression des récepteurs aux œstrogènes (RE) et/ou à la progestérone (RP) fait l’objet d’une attention particulière puisqu’elle reflète un certain état de différenciation tumorale et est le principal facteur prédictif de la réponse à l’hormonothérapie (Anonyme, 1998). En effet, la perte de ces récepteurs dans une tumeur est un signe d’acquisition d’une indépendance hormonale et donc de l’évolution vers un stade plus indifférencié, échappant à tout contrôle.
La négativité de ces récepteurs a été décrite comme péjorative dans plusieurs séries (Clark et al., 1987 ; Chang et al., 2003).

CLASSIFICATION MOLECULAIRE DU CANCER DU SEIN

Une nouvelle classification des cancers du sein a pu être proposée sur la base de l’expression génique (Bernard-Marty et al., 2006). On distingue ainsi : le type basal-like, qui est majoritairement ER négatif et HER2 négatif. Le raccourci «triple négatif» est souvent utilisé pour qualifier ce groupe ; le type HER2-like, caractérisé par une forte expression de l’oncogène ErbB2 amplifié ; au moins 2 types luminal-like, majoritairement ER positifs, le luminal A et le luminal B. Les profils d’expression identifiés, très distincts, différencient les cancers du sein mieux que l’expression d’ER, de HER2 et que le grade histologique (D’hondt et al.,2008). Il faut signaler que HER2 appartient à la famille des EGFR, récepteurs transmembranaires dont l’activation provoque une augmentation de la prolifération cellulaire et une diminution des phénomènes d’apoptose (Bauvet et al., 2009).

ADNMITOCHONDRIAL ET CANCER DU SEIN

La mitochondrie a depuis longtemps été suspectée de jouer un rôle important dans le développement et la progression des cancers (Schumacher et al., 1973 ; Hoberman, 1975 ; Wilkie et al., 1975 ; Shay & Werbin, 1987 ; Richter, 1988 ; Baggetto, 1992 ). Il y a plusieurs dizaines d’années déjà, les travaux de Warburg ont conduit à émettre l’hypothèse selon laquelle l’altération de la chaîne respiratoire mitochondriale était un événement clé dans la cancérogenèse (Warburg, 1956). Ainsi, les cellules malignes pourraient satisfaire leurs besoins énergétiques en produisant préférentiellement leur ATP non pas par phosphorylation oxydative, devenue inefficace, mais par glycolyse compensatoire. Les différences de métabolisme énergétique entre les cellules normales et les cellules tumorales pourraient donc constituer, selon certains auteurs, une base biochimique à partir de laquelle envisager des stratégies thérapeutiques visant à tuer de façon sélective les cellules cancéreuses (Hockenbery, 2002). Depuis ces publications initiales de Warburg, de nombreuses altérations mitochondriales associées aux cancers ont été identifiées et décrites dans la littérature. Ces altérations incluent des modifications d’expression des gènes mitochondriaux (Heerdt et al., 1990 ; Sharp et al., 1992), des anomalies mitochondriales structurales, quantitatives ou des anomalies des composants enzymatiques de la chaîne respiratoire (Wilkie et al., 1983) et, plus récemment, grâce au développement des techniques de biologie moléculaire, des mutations de l’ADNmt. Cependant, contrairement à certaines maladies comme la neuropathie optique héréditaire de Leber ou le syndrome de Leigh (DiMauro & Schon, 2001), ce sont des mutations somatiques de l’ADNmt qui sont observées dans les cancers, (Horton et al., 1996 ; Habano et al., 1999 ; Tamura et al., 1999 ; Fliss et al., 2000 ; Maximo et al., 2000 ; Yeh et al., 2000 ; Hibi et al., 2001 ; Jeronimo et al., 2001 ; Jones et al., 2001 ; Kirches et al., 2001 ; Liu et al., 2001 ; Maximo et al., 2001 ; Nishikawa et al., 2001 ; Parrella et al., 2001 ; Ha et al., 2002 ; Parrella et al., 2003). Le rôle exact de ces mutations somatiques de l’ADNmt dans le développement et la progression des cancers n’est pas clairement élucidé.
Plusieurs études ont examiné la présence des mutations de l’ADNmt dans le cancer du sein. Tan et al. (2002), ont montré que quatorze (14) des 19 tumeurs (74%) du sein analysées, affichaient au moins une mutation somatique de l’ADNmt. Vingt-sept (27) mutations somatiques ont été trouvées, et vingt-deux (22) d’entre elles ont eu lieu au niveau de la D-Loop. Dans une autre étude (Parella et al., 2001), des mutations somatiques ont été détectées dans 61% (11/18) de tumeurs primaires du sein. 42% des mutations étaient présentes dans la région D310de la D-Loop, 39% (7/18) des mutations somatiques étaient présentes dans les régions NDet le cytochrome b(Parella et al., 2001). Zhu et al. (2005) ont détectés des mutations dans 93% (14/15) des cellules tumorales examinées. Beaucoup de tumeurs avaient de multiples mutations de l’ADNmt et la fréquence relative des mutations de la D-Loopétait 7 fois plus élevée par rapport à celle des gènes codants (Zhu et al., 2005). Il a été montré dans une autre étude menée par Tseng et al. (2006) sur 60 patientes avec des tissus tumoraux appariés aux tissus non tumoraux que 30% des cancers du sein présentés des mutations somatiques dans la région D-Loop. La survenue des mutations de la D-Loopa été associée avec l’âge (≥50 ans) et les tumeurs qui ne disposaient pas d’expression de récepteurs d’œstrogène et des récepteurs à la progestérone et à une durée de survie significativement plus courte (Tseng et al., 2006). Sur ceux, il a été indiqué que les mutations de la D-Loop constituent un marqueur indépendamment des autres variables cliniques. Une étude sur les mutations somatiques de la D-Loopréalisé par Tan et al. (2002) a révélé que des insertions ou des délétions au niveau de la région D310, sont les mutations les plus communes dans les cancers humains, y compris le cancer du sein. Bien que les mutations de l’ADNmt les plus couramment détectés dans le cancer du sein ont été en grande partie des substitutions/insertions d’une pb, une grande délétion de 4977 pb a été détectée à la fois dans les tissus normaux que dans les tissus tumoraux (Sharp et al., 1992). D’après Tseng et al. (2006), l’incidence de la suppression de 4977pb dans les tissus mammaires non tumoraux (47%) était beaucoup plus élevée que dans les cancers du sein (5%).

INSTABILITE DES LOCI MICROSATELLITES ET ROLE DANS LA CARCINOGENESE

L’instabilité génétique traduit une augmentation du taux d’altérations génétiques dans les cellules cancéreuses. La présence d’une ou de plusieurs mutations (ou d’une aneuploïdie) dans une cellule ne signifie donc pas que cette cellule est génétiquement instable. Ces mutations peuvent en effet être la conséquence d’une instabilité passée ou le résultat d’un processus de sélection et d’expansion clonale sur la base d’un taux normal de mutations spontanées. À ce jour, trois types principaux d’instabilité génétique ont été décrits : l’instabilité microsatellitaire, l’instabilité chromosomique et, très récemm ent, l’instabilité de type mutation ponctuelle. L’instabilité des microsatellites est le nom du phénotype, initialement identifiée dans le syndrome de prédisposition héréditaire aux cancers du côlon non polyposique ou syndrome HNPCC (Hamelin et al., 2008). Cette instabilité est caractérisée par une accumulation de mutations subtiles (le plus souvent de type microdélétions ou micro-insertions) au niveau des microsatellites. Ces séquences sont localisées préférentiellement dans des régions non codantes du génome. Toutefois, des mutations délétères ont été identifiées dans des segments monotones de G, C ou A localisés au sein de plusieurs gènes impliqués dans le contrôle de la croissance cellulaire tels que le gène du récepteur II du TGFβ (TGFβRII, segment A 10), le gène MSH6 (segment C8), le gène durécepteur du facteur de croissance insulin-like (IGF-R ; segment G8 ) ou le gène BAX (segment G8 ). Un phénotype MSI est également observé dans 15 % des cancers colorectauxsporadiques (Redston, 2001), des tumeurs gastriques (Yamada et al., 2002), du poumon (Zienolddiny et al., 1999) ou encore des cancers de l’endomètre (Vassileva et al., 2002). Ces mutations provoquent l’inactivation du gène concerné et participent au processus de transformation. Leur responsabilité dans la carcinogenèse des tumeurs présentant une instabilité dans deux marqueurs ou plus (MSI-High), en raison de l’instabilité de ces répétitions, a été démontrée. Le statut MSI-H d’une tumeur sous-entend une voie distincte de tumorigenèse puisque ces cancers présentent des caractéristiques cliniques, pathologiques etmoléculaires différentes. L’instabilité microsatellite possède une valeur prédictive du dénouement clinique et pourrait également prédire la réponse tumorale aux thérapies avec adjuvant (Messerini et al., 1999; Edmonston et al., 2000; Gryfe et al., 2000; Samowitz et al.,2001; Ribic et al., 2003).

METHODOLOGIE

PATIENTES ET PRELEVEMENTS

L’étude porte sur cent vingt (120) prélèvements chirurgicaux de tissus sains et de tissus cancéreux issus de patientes atteintes d’un cancer du sein et prises en charge à l’institut de cancérologie de l’hôpital Aristide Le Dantec. Les prélèvements ont été effectués chez ces patientes après un consentement éclairé et écrit selon une forme standardisée. Ils ont été acheminés au laboratoire de biologie moléculaire de BIOPASS (Biologie des Populations Animales Sahélo-Soudaniennes) sis au campus IRD-ISRA de Bel-Air où vont s’effectuer les différentes étapes de l’analyse. Les échantillons ont été conservés dans de l’alcool 95%.

AMPLIFICATION EN CHAINE PAR POLYMERASE (PCR)

Deux (2) génes mitochondriaux (Cyt b et D-Loop) et un gène nucléaire (FGB) ont été amplifiés. La PCR est une méthode permettant l’amplification d’une courte séquence d’ADN appelée séquence cible, à partir d’une infime quantité d’ADN génomique. Elle consiste en une amplification sélective in vitro d’une séquence particulière d’ADN matrice par extension de deux amorces par une ADN polymérase, en présence de désoxyribonucléotides (dNTP) et d’ions Mg 2+. Cette méthode est relativement rapide (moins de 3h), l’amplification dufragment de l’ADN cible étant exponentielle. Elle repose sur l’utilisation de deux amorces de polarité opposée encadrant le fragment à amplifier (Saiki et al.,1985 ; Mullis et al.,1986).
Trois étapes se succèdent lors de la PCR et sont répétées plusieurs fois grâce à un thermocycleur en fonction de la quantité d’ADN voulue : la dénaturation de l’ADN par élévation de température, l’hybridation des amorces (température d’hybridation évaluée par Tm= 2AT + 4GC) et la synthèse du brin complémentaire grâce à une ADN polymérase thermostable (Dream Taq). La PCR commence par une étape de dénaturation de l’ADN et se termine par une étape d’élongation finale.
Pour un gène donné, les conditions d’amplification de l’ADN sont les mêmes aussi bien pour les tissus sains que pour les tissus cancéreux. Ainsi, les conditions de PCR ont été optimisées pour chaque couple d’amorces et appliquées de manière uniforme pour l’ensemble des échantillons, permettant la comparaison des résultats d’analyses. Les amplifications sont réalisées dans un volume réactionnel de 50 μl. La composition du mélange réactionnel est consignée dans le tableau IV. La PCR a lieu dans un thermocycleur de type Eppendorf dans les conditions telles que représentées dans le tableau V. Elle est bouclée par un HOLD à 10° à l’infinie.Les produits PCR sont contrôlés par migration électrophorétique sur gel d’agarose de 1,5% à partir de 5µl des amplifias et de 3µl du bleu de bromophénol. La taille du gène amplifié est estimé à l’aide d’un marqueur de taille SmartLadder 200pb. Après visualisationaux UV, les produits PCR pour lesquels, les amorces se sont accrochées, sont congelés dans des tubes Eppendorf de 1,5 ml pour des raisons de séquençage.

SEQUENÇAGE

Le séquençage des 3 gènes amplifiés est réalisé par une société américaine basée en Corée du Sud à partir de 30 µl des produits PCR et de 15 µl d’amorce à 10 µM pour chaque échantillon.
Le séquençage d’ADN permet de mesurer la diversité la plus fondamentale car tous les marqueurs sont dérivés du polymorphisme de l’ADN. Il permet, en comparant les séquences d’un même gène chez différents individus de la même espèce ou d’espèces différentes, de mettre en évidence des mutations ponctuelles, mais également des insertions ou des délétions.
La méthode utilisée aujourd’hui, proposée par Sanger en 1977, repose sur l’utilisation de nucléotides particuliers appelés didésoxyribonucléotides qui bloquent la synthèse d’ADN par les ADN polymérases après leur incorporation. En d’autres termes, c’est une réaction de PCR particulière utilisant, en plus des composés habituels (ADN matrice, polymérase, amorces,dNTP, Mg2+), des nucléotides modifiés : les didésoxyribonucléotides (ddNTP). Ces ddNTPs ont la particularité d’être couplés à des fluorochromes : ddATP-vert, ddTTP-rouge, ddCTPbleu et ddGTP-jaune (en noir sur l’électrophorégramme) (Figure 7). Ce blocage est dû àl’impossibilité qu’ont ces nucléotides de former une liaison phosphodiester avec un autre nucléotide en raison de l’absence du groupement hydroxyle sur le carbone 3’.

METHODOLOGIE

PATIENTES

Cette partie du travail a concerné les cas de cancer du sein qui ont fait l’objet d’étude dans le chapitre II mais également des sujets de contrôle servant de témoins où des prélèvements de sang ont été effectués.

ETUDE DU POLYMORPHISME DES LOCI BAT-25 ET BAT-26

EXTRACTION D’ADN

Les mêmes extraits d’ADN décrits dans le chapitre II ont été utilisés. L’ADN total du sang prélevé chez les sujets de contrôle a été extrait avec le protocole Qiagen Dneasy Blood. Le protocole d’extraction reste le même que celui précédemment décrit. Cent (100) µl deTampon Phosphate Salin (PBS) sont cependant ajoutés au mélange initial.

CHOIX DES MARQUEURS ETUDIES

Le locus BAT-25est situé à l’intérieur de l’intron 16 du proto-oncogène c-kit etcontient une répétition de 25T. Le gène c-kitest localisé sur le bras long du chromosome 4 à la position 12 (4q12). Il code pour un récepteur transmembranaire à activité tyrosine kinase. Le marqueur BAT-26contient une répétition de 26A et est situé à l’intérieur du cinquième intron du gène MSH2du chromosome 2 (2p21). MSH2est un suppresseur de tumeur et plus particulièrement un gène de transition qui code pour une protéine de réparation des mésappariements. Tous les deux loci ont été montrés comme étant des marqueurs sensibles de MSI, ceci se manifeste avec un raccourcissement de taille de la répétition mono-nucléotidique. Yick et al. (2006) ont souligné que l’utilisation de BAT-25et BAT-26seuls suffisait pour détecter les tumeurs MSI puisque ces deux marqueurs étaient instables par rapport à l’ADN normal correspondant. Au fil des années, plusieurs auteurs démontrèrent que la spécificité des marqueurs mono-nucléotidiques BAT-25et BAT-26était suffisante pour permettre à eux seuls d’établir le MSI sans référence à l’ADN normal dans les cas des cancers colorectaux (Hoang et al., 1997 ; Zhou et al., 1998 ; Suraweera et al., 2002).
Partant de tous ces constats, il a été question d’étudier le caractère MSI des tumeurs du sein chez les femmes sénégalaises en évaluant le polymorphisme des deux marqueurs (BAT-25 etBAT-26).

Table des matières
DEDICACES
REMERCIEMENTS
RESUME
SUMMARY
LISTE DES ABREVIATIONS
LISTE DES SIGLES
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
PREAMBULE
INTRODUCTION GENERALE 
CHAPITRE I. SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1. BIOLOGIE DES CANCERS
I.1.1. TYPOLOGIE
I.1.2. GENES ET CANCERS
I.2. EXEMPLE DU CANCER DU SEIN
I.2.1. ASPECTS EPIDEMIOLOGIQUES
I.2.2. ASPECTS MORPHOLOGIQUES,CLINIQUES ET HISTOIRE NATURELLE
I.2.2.1. CELLULE MAMMAIRE NORMALE
I.2.2.2. CANCER DU SEIN :UNE MALADIE HETEROGENE
I.2.2.2.1. TUMEURS BENIGNES
I.2.2.2.2. TUMEURS MALIGNES
I.2.2.3. FACTEURS PRONOSTIQUES CLASSIQUES
I.2.2.3.1. GRADE TUMORAL
I.2.2.3.2. TAILLE TUMORALE
I.2.2.3.3. ENVAHISSEMENT GANGLIONNAIRE
I.2.2.3.4. METASTASES
I.2.2.3.5. AGE
I.2.2.3.6. RECEPTEURS HORMONAUX
I.2.2.4. CLASSIFICATION MOLECULAIRE DU CANCER DU SEIN
I.3. GENOME MITOCHONDRIAL ET CARCINOGENESE
I.3.1. ADNMITOCHONDRIAL
I.3.2. ADNMITOCHONDRIAL ET MUTAGENESE
I.3.3. ADNMITOCHONDRIAL ET CANCERS DU SEIN
I.4. INSTABILITE DES LOCI MICROSATELLITES ET ROLE DANS LA CARCINOGENESE
I.4.1.INSTABILITE DES LOCI MICROSATELLITES ET SYSTEME DE REPARATION DES MESAPPARIEMENTS
I.4.2. CARACTERISATION DES TUMEURS MSI
I.5. APPROCHE GENETIQUE DES POPULATIONS ET CANCERS
CHAPITRE II. EVALUATION DE LA VARIABILITE NUCLEOTIDIQUE
INTRODUCTION
II.1. METHODOLOGIE
II.1.1. PATIENTES ET PRELEVEMENTS
II.1.2. ETUDE GENETIQUE
II.1.2.1. EXTRACTION DE L’ADNDES TISSUS
II.1.2.2. CHOIX DES GENES ETUDIES
II.1.2.3. AMPLIFICATION EN CHAINE PAR POLYMERASE (PCR)
II.1.2.4. SEQUENÇAGE
II.1.2.5. ANALYSES MOLECULAIRES
II.1.2.5.1. ANALYSE DE LA VARIABILITE GENETIQUE
II.1.2.5.1.1. RECHERCHE DE MUTATIONS DU CYTB ET LA D-LOOP.
II.1.2.5.1.2. ANALYSE DE LA VARIABILITE DES ACIDES AMINES CODES PAR LE CYT B
II.1.2.5.1.3. TESTS DE VARIABILITE INTRA-SPECIFIQUE
II.1.2.5.2. ANALYSE DE LA STRUCTURE GENETIQUE ET DETECTION DE SIGNATURE MOLECULAIRE DE SELECTION
II.2. RESULTATS ET DISCUSSION
II.2.1. RESULTATS
II.2.1.1. VARIABILITE DU CYTB
II.2.1.1.1. MUTATIONS DU CYTB
II.2.1.1.2. HAPLOGROUPES DU CYTB
II.2.1.1.3. VARIABILITE DES ACIDES AMINES CODES PAR LE CYT B
II.2.1.2. VARIABILITE DE LA D-LOOP
II.2.1.2.1. MUTATIONS DE LA D-LOOP
II.2.1.2.2. HAPLOGROUPES DE LA D-LOOP.
II.2.1.2.3. MUTATIONS DE D310
II.2.1.2.4. CORRELATION ENTRE HAPLOTYPES D310ET INCIDENCE DU CANCER DU SEIN
II.2.1.3. VARIABILITE DU FGB
II.2.1.4. ANALYSE DE LA VARIABILITE GENETIQUE AU NIVEAU INDIVIDUEL ET DANS LES TISSUS CANCEREUX
II.2.1.4.1. AU NIVEAU INDIVIDUEL
II.2.1.4.2. DANS LES TISSUS CANCEREUX
II.2.1.5.STRUCTURATION GENETIQUE ENTRE TISSUS SAINS ET TISSUS CANCEREUX
II.2.1.6. TESTS DE NEUTRALITE INTRA-SPECIFIQUE DES TISSUS CANCEREUX
II.2.2. DISCUSSION
CONCLUSION
CHAPITRE III.POLYMORPHISME DE LOCI MICROSATELLITES BAT-25 ET BAT-26
INTRODUCTION
III.1. METHODOLOGIE
III.1.1. PATIENTES
III.1.2. ETUDE DU POLYMORPHISME DES LOCI BAT-25ET BAT-26
III.1.2.1. EXTRACTION D’ADNDES TISSUS
III.1.2.2. CHOIX DES MARQUEURS ETUDIES
III.1.2.3. AMPLIFICATION PAR PCRET SEQUENÇAGE DE BAT-25ET DE BAT-26
III.1.2.4. ANALYSES MOLECULAIRES
III.2. RESULTATS ET DISCUSSION
III.2.1. RESULTATS
III.2.1.1. POLYMORPHISME DES LOCI BAT-25ET BAT-26
III.2.1.2. STATUT MSIDES TISSUS CANCEREUX
III.2.2. DISCUSSION
CONCLUSION
CHAPITRE IV. CORRELATION DES CARACTERISTIQUES CLINICO-PATHOLOGIQUES AVEC LES POLYMORPHISMES REVELES
INTRODUCTION
IV.1. METHODOLOGIE
IV.2. RESULTATS ET DISCUSSION
IV.2.1. RESULTATS
IV.2.1.1. CRITERES EPIDEMIOLOGIQUES
IV.2.1.2. ANALYSES UNI ET MULTIVARIEE DES FACTEURS CLINICO-PATHOLOGIQUES
IV.2.1.3. VARIATIONS NUCLEOTIDIQUES VERSUSDUREE DE SURVIE
IV.2.1.4. STRUCTURATION GENETIQUE VERSUSPARAMETRES CLINICO-PATHOLOGIQUES
IV.2.1.5. INSTABILITE DE BAT-25 VERSUS FACTEURS PRONOSTIQUES ET REPONSE A LA
CHIMIOTHERAPIE
IV.2.1.6. INSTABILITE DE BAT-26 VERSUS FACTEURS PRONOSTIQUES ET REPONSE A LA
CHIMIOTHERAPIE
IV.2.1.7. CORRELATION ENTRE DUREE DE SURVIE ET INSTABILITE DE BAT-25
IV.2.1.8. CORRELATION ENTRE DUREE DE SURVIE ET INSTABILITE DE BAT-26
IV.2.2. DISCUSSION
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES 
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXE

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