Contrôle de la sécrétion des HTs par l’axe hypothalamo-hypophyso-thyroïdien

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Production des hormones thyroïdiennes

Biosynthèse

Les HTs sont produites par la glande thyroïde au niveau de structures spécifiques, les follicules thyroïdiens (Figure 2B). Ces follicules sont constitués de cellules épithéliales, appelées cellules folliculaires ou thyréocytes, et arrangées autour d’un compartiment extracellulaire riche en protéines, le colloïde. La base des thyréocytes est en contact avec des capillaires sanguins, tandis que leur pôle apical est orienté vers le colloïde (Figure 2C). La circulation sanguine apporte des ions iodures (I-), nécessaires à la formation des HTs. Ceux-ci pénètrent dans les thyréocytes via des transporteurs spécifiques, les symports sodium/iodure, puis traversent le pôle apical jusqu’au colloïde par diffusion (Eskandari et al., 1997).

Les thyréocytes produisent en grande quantité une glycoprotéine riche en acides aminés de type tyrosine, la thyroglobuline, précurseur des HTs. Après synthèse et glycosylation dans le réticulum endoplasmique et l’appareil de Golgi, la thyroglobuline est transportée par des vésicules sécrétoires jusqu’au pôle apical, où elle est libérée dans le colloïde par exocytose. Les vésicules sécrètent dans le même temps une enzyme, la thyroperoxydase (TPO) qui, une fois libérée dans la lumière colloïdale, va permettre l’oxydation des ions I- en diiode (I2), puis l’iodation des résidus tyrosine de la thyroglobuline. Ces réactions aboutissent à la formation de résidus mono-iodotyrosine (MIT) et di-iodotyrosine (DIT) (Figure 2C). La TPO catalyse ensuite le couplage oxydatif des MITs et des DITs : deux résidus DITs formeront une molécule de T4, et un résidu DIT couplé à un résidu MIT formeront une molécule de T3. La thyroglobuline iodée, composée de MITs, DITs, T3 et T4, est stockée dans le colloïde jusqu’à son endocytose par une cellule folliculaire. La gouttelette de colloïde internalisée fusionne alors avec un lysosome, dont les enzymes hydrolysent la thyroglobuline iodée, permettant la libération de T3 et T4 dans le cytoplasme. Les MITs et DITs résiduels sont dégradés et l’iodure libéré. La T3 et la T4 traversent ensuite la membrane basale des cellules folliculaires vers les capillaires sanguins, par diffusion (Abraham et Laura, 2015) ou à l’aide de transporteurs membranaires (Friesema et al., 2008, Brix et al., 2011). Une fois dans la circulation sanguine, les HTs sont transportées jusqu’aux organes cibles par des protéines de liaison (voir partie I.2.1). En plus de la T4 et de la T3, une faible proportion d’HTs circulantes peut être présente sous d’autres formes. Citons les formes T3 inversée (reverse T3, rT3 ), 3,5-T2 et 3,3′-T2, qui sont pour la plupart issues de réactions catalysées par des désiodases au niveau des tissus périphériques (voir partie I.2.3.2). Ces formes sont globalement pas ou peu actives, à l’exception de la 3,5-T2 qui peut activer l’un des récepteurs aux HTs, TRβ (Mendoza et al., 2013, Goglia et al., 2014, Lombardi et al., 2015), et même activer la respiration mitochondriale de manière efficace (Lombardi et al., 1998) (voir partie III.6.1).

Contrôle de la sécrétion des HTs par l’axe hypothalamo-hypophyso- thyroïdien

Les HTs jouant un rôle majeur pour le maintien de l’homéostasie générale de l’organisme, il est indispensable que leur synthèse et leur sécrétion soient finement régulées. Le système neuroendocrinien permet la régulation de la production des HTs par la thyroïde au niveau de deux régions cérébrales, l’hypothalamus et l’hypophyse. Les actions des trois organes forment ainsi une boucle de régulation, appelée axe hypothalamo-hypophyso-thyroïdien (Figure 3). Ainsi, l’hypothalamus produit une hormone peptidique, appelée hormone thyréotrope ou thyrolibérine (thyrotropin-releasing hormone, TRH), qui va stimuler les cellules de l’hypophyse par l’intermédiaire d’un récepteur membranaire spécifique, et entraîner la production d’une autre hormone, la thyréostimuline ou thyrotropine (thyroid-stimulating hormone, TSH).

La TSH est transportée par la circulation sanguine jusqu’aux cellules folliculaires de la thyroïde, où se trouvent les principaux récepteurs membranaires de la TSH. En se fixant à son récepteur, la TSH induit une cascade de signalisation qui aboutit à une augmentation des niveaux d’adénosine monophosphate cyclique (AMPc) (Figure 2C). La production d’AMPc par les cellules folliculaires stimule alors la formation d’HTs, notamment par une induction des symports sodium/iodure entraînant une augmentation de l’entrée d’ions I-. Les HTs exercent elles-mêmes un rétro-contrôle négatif sur leur production en inhibant la formation de TSH (Larsen, 1982) et de TRH (Koller et al., 1987) lorsque leur concentration sanguine dépasse un certain seuil. À l’inverse, une faible concentration en HTs circulante stimule la production de TRH et de TSH. Au niveau de l’hypothalamus, la T3 inhibe en effet directement la transcription du gène codant pour la TRH en agissant sur son promoteur (Lezoualc’h et al., 1992, Guissouma et al., 1998). La T3 inhibe également plusieurs protéines impliquées dans la maturation de la TRH, régulant ainsi la production de l’hormone de manière indirecte (Perello et al., 2006).

Régulations du transport et de la disponibilité en HTs

La T3 est sécrétée en moins grande quantité que la T4 par les follicules thyroïdiens (ratio 1:4 à 1:10 estimés). La demi-vie de la T3 est estimée à moins de 24 heures, là où celle de la T4 est de 5 à 7 jours. Or la T3 possède une plus grande affinité pour les récepteurs nucléaires aux HTs. La T4 est généralement considérée comme une pro-hormone qui nécessite d’être activée en T3. Ainsi, la disponibilité périphérique et l’activation des HTs au niveau local doivent être finement régulées pour assurer l’efficacité de la signalisation thyroïdienne.

Transport sanguin et protéines de liaison

Moins de 1 % des HTs circulantes se trouvent sous leur forme libre et sont directement disponibles pour agir au sein des tissus cibles. La grande majorité est ainsi transportée par des protéines plasmatiques. Les variations de concentration en HTs totale observées dans le sang sont largement dépendantes de changements dans la quantité de ces protéines de liaison. Cependant, les différences observées dans la concentration de ces protéines entre différents individus ne se traduisent pas par des changements au niveau métabolique (Refetoff, 1989, Pappa et al., 2015). Dans les cas pathologiques d’insuffisance ou de mutation en protéines de liaison aux HTs, on peut mesurer un impact important sur la concentration de T3 et T4 circulantes totales, mais les concentrations de T3 et T4 libres restent en revanche normales (Stockigt, 1983, Refetoff et al., 1996). On estime donc que leur fonction principale est de maintenir un pool assez important d’HTs circulantes pour que la quantité de T4 et de T3 libres disponibles puisse rester constante (Sunthornthepvarakul et al., 1998). Il existe trois protéines de liaison aux HTs principales : la globuline liant la thyroxine (thyroxine-binding globulin, TBG), l’albumine, et la transthyretine (TTR).

L’albumine est de loin la plus abondante des trois, mais son affinité pour les HTs est la plus basse. À l’inverse, la TBG est présente en bien moins grande quantité dans le sang mais a une affinité très importante pour la T3 et la T4. Son affinité pour la T4 est en effet environ 50 fois inférieure à celle de la TTR, et 7000 fois inférieure à celle de l’albumine (Voir Table 1). La TBG lie ainsi environ 75 % des HTs présentes dans le sérum. La TTR et l’albumine transportent l’essentiel des HTs circulantes restantes, la TTR liant principalement la T4 et l’albumine majoritairement la T3. En plus de leur rôle de tampon pour le maintien d’un taux constant en HTs libres, elles peuvent également avoir un rôle plus direct dans le transfert des hormones dans les cellules cibles. Cette fonction a en particulier été montrée pour la TTR, qui possède des récepteurs membranaires et peut être ainsi internalisée (Divino et Schussler, 1990a, Divino et Schussler, 1990b, Kuchler-Bopp et al., 2000). Les LRP (LDL receptor–related protein) font par exemple partie de ces récepteurs pouvant internaliser la TTR, comme cela a été montré sur des trophoblastes humains in vitro (Landers et al., 2013). Alors que l’albumine, la TBG et la TTR sont synthétisées toutes les trois dans le foie, la TTR est la seule à être également produite dans le cerveau, au niveau des plexus choroïdes (Stauder et al., 1986) (voir partie I.2.2.2).
Une plus faible proportion des HTs peut également être transportée par des lipoprotéines (Benvenga et al., 1988), et principalement par les lipoprotéines à haute densité (high-density lipoprotein, HDL), qui lient 3 à 6 % des HTs circulantes (Table 1). Les lipoprotéines à faible et très faible densité (low-density lipoproteins, LDL et very low-density lipoproteins, VLDL), nommées ainsi pour leur ratio protéines/lipides plus faible, en lient moins de 0.2 % (Benvenga et Robbins, 1993). Certaines lipoprotéines peuvent également faciliter l’entrée et la sortie d’HTs des cellules, comme cela a été montré in vitro (Benvenga et Robbins, 1990, Benvenga et Robbins, 1998).

Plexus choroïde et liquide céphalo-rachidien

Les HTs peuvent également atteindre les cellules cérébrales via le liquide céphalo-rachidien (LCR), sécrété par des structures appelées « plexus choroïdes ». Les plexus choroïdes sont formés d’un feuillet de cellules épithéliales liées par des jonctions serrées, de capillaires sanguins et de tissu conjonctif (Figure 5). Ils sont situés dans chacun des quatre ventricules cérébraux et constituent avec le LCR une deuxième voie d’échanges moléculaires entre la circulation et les tissus cérébraux. Les cellules du plexus choroïde expriment fortement la TTR, et la sécrètent dans le LCR, permettant le transport des HTs vers les cellules bordant les ventricules (Schreiber et al., 1990, Southwell et al., 1993). La TTR constitue jusqu’à 25 % des protéines présentes dans le liquide céphalo-rachidien ventriculaire, où elle lie 80 % de la T4 (Herbert et al., 1986). L’invalidation du gène codant la TTR chez la souris entraîne une baisse très importante du taux de T4 dans le LCR, à 14 % de la concentration constatée dans les souris contrôle (Palha et al., 2000, Episkopou et al., 1993).

Deux des ventricules cérébraux, les ventricules latéraux, sont bordés par une région cérébrale où la neurogenèse se maintient à l’âge adulte : la zone sous-ventriculaire (SVZ) (voir partie II). Richardson et al. ont montré que l’absence de TTR entraîne une diminution de l’apoptose dans la zone sous-ventriculaire de la souris adulte, de façon comparable à ce qui est observé chez des animaux hypothyroïdiens (Richardson et al., 2007). Étant donné qu’une partie importante des cellules post-mitotiques de la SVZ adulte entre habituellement en apoptose chez l’adulte en conditions contrôles (Morshead et van der Kooy, 1992), les auteurs interprètent cette diminution de la mort cellulaire comme pouvant être la conséquence d’un défaut de prolifération des cellules de la
Figure 5: Les ventricules cérébraux et le plexus choroïde. Quatre ventricules cérébraux sont présents dans le cerveau des mammifères : les deux ventricules latéraux, en bordure desquels se trouvent les cellules de la niche neurogénique appelée zone sous-ventriculaire ; le troisième ventricule, au niveau duquel se situe l’hypothalamus ; et le quatrième ventricule, situé entre le cervelet et le tronc cérébral. Les ventricules cérébraux sont remplis de liquide céphalo-rachidien, sécrété au niveau de structures cellulaires appelées plexus choroïdes. Les plexus choroïdes sont constitués d’un feuillet de cellules épithéliales liées entre elles par de sjonctions serrées, de tissu conjonctif et de capilaires sanguins. La T4 circulante se fixe sur les protéines de liaison transthyrétine (TTR), fortement exprimées par les cellules des plexus choroïdes, et peut ainsi pénétrer dans le liquide céphalo-rachidien. La TTR est ainsi essentielle à la disponibilité en HTs au niveau ces cellules bordant les ventricules cérébraux.

Régulation de la disponibilité cellulaire en HTs

Transporteurs membranaires

On a longtemps cru que l’entrée des HTs dans le cytoplasme s’effectuait uniquement par diffusion passive au travers des membranes. Mais plusieurs études ont démontré l’importance de l’ATP pour le transport intracellulaire des HTs, prouvant l’existence de mécanismes de transport actif des hormones (Rao et al., 1976, Krenning et al., 1978). Des protéines spécifiques du transport membranaire des HTs ont par la suite été découvertes. Elles appartiennent principalement à la famille des transporteurs de l’acide monocarboxylique (Monocarboxylate transporters, MCTs) et à celle des transporteurs des anions organiques (Organic-anion transporting polypeptides, OATPs).

Au sein de la première famille, MCT10 possède une forte affinité pour la T3 et est très largement distribué dans les tissus de l’organisme (Friesema et al., 2008). Il peut également transporter la T4, avec une affinité moindre (Friesema et al., 2008). Cependant aucune mutation de ce gène n’a été liée à une pathologie liée au métabolisme thyroïdien, et son rôle physiologique reste encore à déterminer (Müler et al., 2014). Il est de plus peu exprimé au niveau cérébral (Müler et Heuer, 2014).

Dans la même famille de transporteurs, MCT8 est le transporteur des HTs le mieux caractérisé. Il est synthétisé dans le foie, le rein, le cœur et le cerveau, où il est présent au niveau des plexus choroïdes, de la barrière hémato-encéphalique et des neurones (Heuer et al., 2005, Ceballos et al., 2009, Friesema et al., 2006, Braun et al., 2011). Il a été montré in vitro que MCT8 permet le transport de la forme T3 et de la forme T4 avec une affinité similaire (Friesema et al., 2003). Mais au niveau cérébral il semble que sa fonction soit principalement impliquée dans le transport de la T3, en tout cas chez la souris (Trajkovic et al., 2007, Ceballos et al., 2009). Certaines mutations du gène MCT8 chez l’homme sont à l’origine du syndrome d’Allan-Herndon-Dudley, qui se caractérise par de graves retards psychomoteurs dus à une entrée insuffisante de T3 dans les neurones, et par une forte concentration plasmatique de T3 (Dumitrescu et al., 2004, Friesema et al., 2004). De façon surprenante, aucun phénotype neurologique particulier n’a en revanche été observé chez des souris dont le gène Mct8 a été invalidé (Roberts et al., 2008, Wirth et al., 2009). Ces souris Mct8 knock-out (Mct8 KO) présentent pourtant une diminution très substantielle de l’entrée de T3 dans le système nerveux central (SNC) (Trajkovic et al., 2007, Ceballos et al., 2009). Mais l’entrée de T4 au niveau cérébral est en revanche peu impactée, et la concentration de T3 cérébrale n’est que légèrement réduite chez ces animaux. Un transporteur autre que MCT8 permet donc nécessairement le passage de la T4 à travers la BHE ou le LCR chez la souris, expliquant, grâce à une conversion locale de T4 en T3, l’absence de symptômes neurologiques chez les Mct8 KO.

Plusieurs transporteurs de la famille des OATPs peuvent prendre en charge les HTs. Parmi ceux-ci, OATP1C1, qui possède une haute affinité pour la T4 et la rT3, est exprimé presque exclusivement dans le cerveau chez la souris, au niveau des pieds astrocytaires de la BHE et au niveau des cellules du plexus choroïde (Müler et Heuer, 2014). Il n’est en revanche pas détecté, ou détecté de façon très faible, au niveau des cellules de la BHE chez le singe (Ito et al., 2011) et chez l’homme (Roberts et al., 2008). Cette observation a permis d’émettre l’hypothèse selon laquelle la T4 peut être transportée dans les astrocytes du cerveau murin grâce à OATP1C1, permettant ainsi de compenser l’absence de MCT8 quand celui-ci est inactivé, ce qui n’est pas le cas chez l’homme. Cette hypothèse a été confirmée par l’étude de souris doublement KO pour Mct8 et pour Oatp1c1, ces dernières présentant une forte réduction de l’entrée de T3 comme de T4 dans le CNS, associée à des troubles cérébraux et locomoteurs similaires à ceux observés chez les patients atteints du syndrome d’Allan-Herndon-Dudley (Mayerl et al., 2014). Ainsi, chez la souris, la T4 peut être transportée via OATP1C1 dans les astrocytes, où elle peut par la suite être activée en T3 grâce à l’expression de la désiodase de type 2 (Guadaño-Ferraz et al., 1997, Tu et al., 1999, Bárrez-López et al., 2017) (Figure 6). Cette activation de la T4 en T3 au niveau astrocytaire permet par la suite une distribution de la T3 vers les cellules environnantes, les neurones et les oligodendrocytes, notamment via MCT8 (Gereben et al., 2008, Morte et Bernal, 2014) (Figure 6). OATP1A2 pourrait également jouer un rôle dans le transport de la T3 et de la T4 au travers de la barrière hémato-encéphalique (van der Deure et al., 2010).

Certains transporteurs d’acides aminés de type L peuvent également participer au transport des HTs. Parmi eux citons LAT2, qui est exprimé au niveau du plexus choroïde chez la souris au stade post-natal (Núñez et al., 2014), et au niveau des astrocytes (Blondeau et al., 1993) et des neurones (Chantoux et al., 1995) chez le rat, également en post-natal. LAT2 permet un transport préférentiel de la T2 et dans une moindre mesure de la T3, mais pas de la T4 (Kinne et al., 2015). Il pourrait participer au transport de la T3 dans les neurones en complément de MCT8 durant le développement embryonnaire murin (Braun et al., 2010). Cependant les données manquent à l’heure actuelle pour conclure sur un éventuel rôle de LAT2 chez l’adulte.

Métabolisme des cellules souches et des progéniteurs

Métabolisme glycolytique

Alors que les cellules matures obtiennent leur énergie principalement grâce à la phosphorylation oxydative, d’autres types cellulaires ont la particularité de présenter une faible activité mitochondriale, associée à une glycolyse importante. Ce phénomène a été observé dès 1924 par Otto Warburg, qui fut le premier à caractériser la tendance des cellules cancéreuses à transformer le glucose en lactate dans un processus de fermentation, même en présence d’O2 (Warburg et al., 1924, WARBURG, 1956). Ce processus était en effet jusque là uniquement décrit dans des cellules confrontées à un environnement hypoxique (faible taux d’O2, « effet Pasteur »). Ce métabolisme particulier, basé sur une glycolyse dite aérobie et une faible activité mitochondriale, est qualifié d’« effet Warburg ». Depuis, ce type de fonctionnement énergétique a également été observé dans les cellules souches, embryonnaires comme adultes (Simsek et al., 2010, Shyh-Chang et al., 2013, Wanet et al., 2015).

Les niches de cellules souches adultes possèdent généralement une tension en O2 inférieure aux tissus environnants, et sont donc considérées comme hypoxiques. Des conditions hypoxiques sont ainsi favorables au maintien de la multipotence pour les différents types de cellules souches adultes. Elles influencent également leur prolifération et leur différenciation (Mohyeldin et al., 2010, Suda et al., 2011, Shyh-Chang et al., 2013). Il a de plus été montré que la présence de ROS peut forcer les cellules souches quiescentes à entrer en prolifération, et peut impacter leur choix de destin cellulaire (Tothova et al., 2007, Chen et al., 2008, Renault et al., 2009, Estrada et al., 2013). La différenciation et la maturation des CSNs adultes est ainsi concomitante avec le passage d’un métabolisme glycolytique à un métabolisme basé sur la phosphorylation oxydative (Zheng et al., 2016, Beckervordersandforth et al., 2017) (Figure 26), et modifier artificiellement le métabolisme des CSNs influence à la fois leur pluripotence et leur différenciation (Pistollato et al., 2007, De Filippis et Delia, 2011).

Les mécanismes régissant le maintien d’un métabolisme glycolytique dans les cellules souches est aujourd’hui assez bien caractérisé, grâce à l’étude de différents types de cellules souches adultes, en particulier les cellules souches hématopoïétiques. Il a ainsi été montré que la protéine hétérodimérique HIF1 (hypoxia inducible factor 1) joue un rôle clé dans le contrôle du métabolisme énergétique. HIF1 est constituée de deux sous-unités, HIF1α et HIF1β, qui lorsqu’elles s’associent agissent en tant que facteur de transcription et activent l’expression de différents gènes liés à la glycolyse (Wang et al., 1995). Parmi ceux-ci figurent par exemple les transporteurs membranaires de glucose GLUT1 et 3, l’hexokinase ou la phosphofructokinase (Figure 27). Tandis que HIF1β est présent de façon constitutive dans la cellule, la présence de HIF1α est conditionnée à un faible taux d’O2 intracellulaire. En effet, les enzymes prolyl hydroxylases (PHD1, PHD2, PHD3), qui catalysent l’hydroxylation de HIF1α, conduisant à son ubiquitination puis à sa dégradation, sont activées par l’O2 (Bruick and McKnight, 2001, Epstein et al., 2001, Ivan et al., 2002). Le fonctionnement des PHDs nécessite également la présence de fer dans le milieu, ainsi que de l’α-cétoglutarate, qu’elle transforme en succinate (Figure 27). En plus des gènes codants les enzymes de la glycolyse, HIF1α active la transcription de la pyruvate déshydrogénase kinase (PDK), inhibitrice de l’activité de la pyruvate déshydrogénase (PDH), empêchant ainsi la transformation du pyruvate en Acétyl-CoA et l’activation du cycle de Krebs (Kim et al., 2006, Takubo et al., 2013). HIF1α active également la lactate déshydrogénase (LDH) (Firth et al., 1995), entraînant la dégradation du pyruvate, issu de la glycolyse, en lactate. Cette réaction permet la production concomitante de NAD+, qui pourra lui-même alimenter la glycolyse au niveau de la dégradation du GADP en 3-phosphoglycérate. Enfin, il est à noter que HIF1α peut être un activateur de la DIO3 (désiodase inhibitrice des HTs), comme montré in vitro dans de nombreux types cellulaires (Simonides et al., 2008, Ciavardelli et al., 2014), ainsi que d’EGFR via PDK1 (Velpula et al., 2013). Ces régulations positives sont en accord avec l’expression dans les CSNs de ces gènes cibles.

La prolifération des cellules souches et des progéniteurs s’accompagne également d’une augmentation de la lipogenèse (Folmes et al., 2013), pour laquelle l’enzyme FASN (fatty acid synthase) est essentielle. FASN permet la transformation du malonyl-CoA, issu de la carboxylation de l’acétyl-CoA, en palmitate, l’un des acides gras les plus présents dans les membranes cellulaires. Elle est particulièrement exprimée dans les cellules souches neurales et les progéniteurs prolifératifs chez la souris adulte, et est moins présente dans les cellules en différenciation (Knobloch et al., 2013) (Figure 27). Dans les cellules quiescentes et faiblement prolifératives, FASN est peu exprimée, a l’inverse d’un autre modulateur de la lipogenèse, SPOT14 (ou THRSP, thyroid hormone responsive protein). Lorsqu’il est exprimé, SPOT14 interagit avec la protéine MIG12 (MID-1 interacting protein), empêchant cette dernière de jouer son rôle d’activateur de l’acétyl-CoA carboxylase (ACC), et inhibant ainsi la transformation de l’acétyl-CoA en malonyl-CoA (Knobloch et al., 2013). SPOT14 inhibe donc la lipogenèse, maintenant les cellules dans un état de quiescence ou de prolifération faible, tandis que FASN et MIG12 permettent une lipogenèse accrue dans les cellules prolifératives (Knobloch et al., 2013).

La production d’acétyl-CoA à partir de pyruvate étant en partie inhibée par l’action de HIF1α dans les cellules souches, sa contribution à la formation de nouveaux lipides via l’action de FASN nécessite qu’il soit produit à partir d’une autre source. Il a été montré que l’acide aminé glutamine, le plus abondement présent dans la circulation sanguine (STEIN et MOORE, 1954, Brosnan, 2003), peut être une source importante d’acétyl-CoA (DeBerardinis et al., 2007, Yoo et al., 2004). Le métabolisme de la glutamine, ou glutaminolyse, est de plus tout particulièrement actif en conditions hypoxiques, où il contribue de façon majeure à la lipogenèse (Metallo et al., 2011). La glutamine permet également la formation d’autres acides aminés, pour certains via la production de plusieurs molécules intermédiaires du cycle de Krebs, ce qui a été tout particulièrement prouvé dans les cellules en prolifération (Hanson et Parsons, 1977, Lanks, 1987, Newsholme et al., 1985, DeBerardinis et al., 2007) (Figure 27). La glutamine est donc essentielle à la production accrue de lipides et d’acides aminés en l’absence d’activation de la respiration mitochondriale via le pyruvate dans les cellules souches activées et les progéniteurs.

Rôle du métabolisme glycolytique

L’avantage que tirent les cellules cancéreuses et les cellules souches du métabolisme glycolytique reste débattu. Mais une recontextualisation du métabolisme énergétique de ces cellules permet de mieux le comprendre. Les cellules quiescentes sont par définition peu actives et utilisent peu d’énergie. Elles n’ont donc pas de nécessité à produire une grande quantité d’ATP. De plus, l’inhibition de la respiration mitochondriale est essentielle à leur maintien en quiescence, comme nous l’avons vu plus haut. Il n’est donc pas étonnant que leur métabolisme soit très largement basé sur la glycolyse. En revanche, la prolifération cellulaire demande beaucoup d’énergie ; dès lors, pourquoi les cellules en prolifération utilisent-elles si peu la respiration mitochondriale, source intracellulaire d’ATP pourtant la plus efficace ?

La prolifération implique la capacité des cellules à répliquer l’ensemble de leur contenu, dont leur ADN, leurs protéines et leurs membranes. La production en grande quantité de nucléotides, d’acides aminés et de lipides nécessite bien sûr l’utilisation d’ATP, mais également de NADPH, qui ne fait pas partie des produits générés par le cycle de Krebs et la chaîne respiratoire. Une grande quantité de NADPH est en effet nécessaire à la formation de lipides : la transformation d’une molécule de malonyl-CoA en palmitate nécessite par exemple 14 molécules de NADPH. Le NADPH est également nécessaire, dans une moindre mesure, pour la formation de nucléotides et d’acides aminés. Deux voies métaboliques sont privilégiées pour la formation de NADPH : la voie des pentoses phosphates et la glutaminolyse (Figure 27). Ces deux voies sont particulièrement actives dans le cadre du métabolisme glycolytique. La glutamine permet en effet la formation d’acétyl-CoA et d’acides aminés, mais également la production de pyruvate indépendamment de la glycolyse, transformation générant du NADPH. La voie des pentoses phosphates est quant à elle indirectement activée grâce à la formation du lactate. La transformation du pyruvate en lactate génère en effet du NAD+, qui est nécessaire à la conversion du GADP en 3-phosphoglycérate. La formation de lactate permet ainsi de maintenir un équilibre entre NAD+ et NADH, qui favorise une accélération de la glycolyse. Plus de glucose-6-phosphate est ainsi produit, permettant une activation plus importante de la voie des pentoses phosphates, génératrice de NADPH, et ainsi une plus grande génération de nucléotides (Lunt et Vander Heiden, 2011).

Une augmentation de la production d’acides aminés est également permise par l’intensification de la glycolyse (production de sérine, glycine, cystéine, alanine), de la voie des pentoses phosphates (production de tyrosine) et de la glutaminolyse (production de glutamine, glutamate, proline, arginine, aspartate, asparagine). Enfin, malgré l’efficacité moins grande de la glycolyse par rapport à la phosphorylation oxydative (production de 2 ATP par molécule de glucose pour la glycolyse vs 36 ATP pour la phosphorylation oxydative), l’accélération de la glycolyse permet également une augmentation significative de la production d’ATP (Pfeiffer et al., 2001).

Dynamiques mitochondriales

Les mitochondries ont longtemps été perçues comme des entités distinctes les unes des autres, réparties dans le cytoplasme cellulaire. On sait aujourd’hui qu’elles forment un réseau dynamique, dont la densité et la morphologie varient en fonction du type cellulaire et des conditions physiologiques. Ainsi, les mitochondries peuvent fusionner ou se diviser (fission). La biogenèse mitochondriale, les événements de fusion et de fission, ainsi que les déplacements mitochondriaux intracellulaires constituent ce que l’on nomme les « dynamiques mitochondriales » (Figure 28). Une bonne coordination de ces dynamiques est essentielle pour garantir un bon fonctionnement mitochondrial et pour répondre à l’évolution des besoins énergétiques de la cellule (Benard et al., 2007). Une forte demande énergétique requiert une forte activité mitochondriale, et est ainsi associée à des dynamiques mitochondriales importantes. C’est par exemple le cas dans les neurones, sensibles à des altérations de ces processus : plusieurs maladies neurodégénératives sont associées à des problèmes de fission, de fusion ou de biogenèse mitochondriale dans le système nerveux (Itoh et al., 2013, Ramonet et al., 2013, Johri et al., 2013).

La maladie d’Alzheimer est ainsi associée à une augmentation de la fission et à une diminution de la fusion et de la biogenèse mitochondriales dans les neurones affectés, ainsi qu’à un mauvais transport axonal des mitochondries (Silva et al., 2013, Manczak et al., 2011, Calkins et al., 2011). Cette défaillance des dynamiques mitochondriales entraîne une faible production d’ATP au niveau synaptique, provoquant un dysfonctionnement des synapses (Manczak et al., 2011, Calkins et al., 2011). La maladie de Parkinson est elle aussi en partie caractérisée par une altération des dynamiques mitochondriales, associée à un déficit de respiration mitochondriale (Bose et Beal, 2016). Une régulation anormale de l’équilibre entre fusion et fission a également été décrite chez des patients et des modèles animaux de la maladie de Huntington (Bossy-Wetzel et al., 2008, Song et al., 2011), et de la sclérose en plaque (Bando et al., 2015, Campbell et al., 2014).

Table des matières

Introduction
I. La signalisation thyroïdienne
I.1. Production des hormones thyroïdiennes
I.1.1. Biosynthèse
I.1.2. Contrôle de la sécrétion des HTs par l’axe hypothalamo-hypophyso-thyroïdien
I.2. Régulations du transport et de la disponibilité en HTs
I.2.1. Transport sanguin et protéines de liaison
I.2.2. Régulation de la disponibilité cérébrale en HTs
I.2.2.1. Barrière hémato-encéphalique
I.2.2.2. Plexus choroïde et liquide céphalo-rachidien
I.2.3. Régulation de la disponibilité cellulaire en HTs
I.2.3.1. Transporteurs membranaires
I.2.3.2. Désiodases
I.2.4. Mécanismes d’action des hormones thyroïdiennes
I.2.4.1. Actions génomiques
I.2.4.1.1. Récepteurs nucléaires
a. Structure
b. Isoformes
c. Dimérisation
d. Éléments de réponse aux HTs
I.2.4.1.2. Régulation positive
I.2.4.1.3. Régulation négative
I.2.4.2. Actions non-génomiques
I.2.4.2.1. Récepteurs membranaires
I.2.4.2.2. Régulations non-génomiques dépendantes des TRs
II. La neurogenèse adulte
II.1. Neurogenèse embryonnaire et origine des cellules souches neurales adultes
II.2. Niches neurogéniques du cerveau adulte
II.2.1. L’hippocampe
II.2.2. La zone sous-ventriculaire
II.2.3. Autres niches neurogéniques
II.2.3.1. L’hypothalamus
II.2.3.2. Les organes circumventriculaires
II.3. Différenciation des cellules souches neurales de la SVZ
II.3.1. CSNs quiescentes et activées
II.3.2. Prolifération, détermination et différenciation des CSNs de la SVZ adulte
II.3.2.1. Marqueurs de prolifération
II.3.2.2. Destin neuronal
II.3.2.3. Destin Glial
II.3.3. Facteurs extrinsèques et voies de signalisation impliqués dans la neurogenèse
II.3.3.1. Voie Wnt
II.3.3.2. Voie Notch
II.3.3.3. Voie Sonic Hedgehog
II.3.4. Régionalisation de la SVZ
II.3.5. Influences hormonales
II.4. Signalisation thyroïdienne au cours de la neurogenèse
II.4.1. Influence des HTs sur la neurogenèse embryonnaire et périnatale
II.4.2. Influence des HTs sur la neurogenèse adulte
II.4.3. HTs et neurogenèse dans le cerveau vieillissant
III. Le métabolisme mitochondrial
III.1. Généralités
III.2. Métabolisme du glucose et respiration mitochondriale
III.2.1. La glycolyse
III.2.2. Le cycle de Krebs
III.2.3. Phosphorylation oxydative et chaîne respiratoire
III.2.4. Bilan énergétique
III.2.5. Dérivés réactifs de l’oxygène (ROS)
III.2.6. Implications du calcium dans le métabolisme mitochondrial
III.3. Métabolisme des cellules souches et des progéniteurs
III.3.1. Métabolisme glycolytique
III.3.2. Rôle du métabolisme glycolytique
III.4. Dynamiques mitochondriales
III.4.1. Biogenèse mitochondriale
III.4.1.1. PGC1α et TFAM
III.4.1.2. SIRT1
III.4.2. Fusion mitochondriale
III.4.3. Fission mitochondriale
III.4.4. Mobilité mitochondriale
III.5. Métabolisme mitochondrial des cellules cérébrales
III.5.1. Métabolisme mitochondrial et différenciation des CSNs
III.5.2. Influence du métabolisme mitochondrial sur le choix de destin cellulaire
III.5.3. Métabolisme mitochondrial dans les neurones matures
III.5.4. Métabolisme mitochondrial oligodendrocytaire
III.5.5. Interactions métaboliques des neurones, oligodendrocytes et astrocytes matures
III.5.6. Implications du métabolisme mitochondrial dans les maladies neurodéveloppementales et neurodégénératives
III.5.6.1. Maladies neurodéveloppementales
III.5.6.2. Maladies neurodégénératives
III.6. Rôles de la signalisation thyroïdienne
III.6.1. Effets précoces
III.6.2. Effets tardifs
IV. Problématique de recherche
IV.1. Influence croisée de l’activité mitochondriale et des HTs sur le choix de destin des CSNs au sein de la SVZ adulte
IV.2. Effets combinés de l’activité physique et de l’hypothyroïdisme sur l’activation des CSNs au sein de la SVZ adulte
Matériels et méthodes
I. Études in vivo
I.1. Choix de destin des CNSs de la SVZ adulte
I.1.1. Étude de l’influence du statut thyroïdien sur le choix de destin des CSNs
I.1.2. Étude du métabolisme mitochondrial dans les cellules de la SVZ
I.1.2.1. Utilisation du colorant JC-1 par stéréotaxie
I.1.2.2. Immuno-histochimies
I.2. Activation des cellules souches neurales de la SVZ adulte
II. Études in vitro
II.1. Cultures primaires de neurosphères à partir de CSNs de la SVZ adulte
II.2. Principe de la culture primaire de CSNs adultes
II.3. Étude de la production de ROS
II.4. Inhibition de la chaîne respiratoire
II.5. Immuno-cytochimies
II.6. Transfections de plasmides CMV-H1-shDRP1
II.7. Cytométrie en flux (FACS)
II.7.1. Principe général
II.7.2. Choix des fluorochromes
II.7.3. Protocole expérimental
Résultats
I. La signalisation thyroïdienne détermine le choix de destin des cellules souches neurales de la SVZ adulte par l’activation du métabolisme mitochondrial
I.1. Introduction à l’article
I.2. Article : Adult neural stem cell fate is determined by thyroid hormone activation of mitochondrial metabolism
I.3. Résultats complémentaires
I.3.1. Dosages des HTs sériques
I.3.2. Influence de l’hyperthyroïdie sur le destin des CSNs
I.3.3. Influence de la disponibilité en HTs sur la prolifération dans la SVZ adulte
I.3.4. La transthyrétine est présente dans les cellules engagées vers la voie neuronale
I.3.5. Expression de HIF1α dans les cellules SOX2+ de la SVZ adulte
I.3.6. Expression de PGC1α dans les cellules issues de la différenciation de CSNs de la SVZ adulte in vitro
I.3.7. Rôle de DRP1 dans le choix du destin cellulaire in vitro
I.3.8. Influence de l’activité mitochondriale et de la disponibilité en T3 sur le destin des CSNs adultes in vitro : analyse par FACS
I.3.9. Visualisation de la morphologie mitochondriale dans les cellules OLIG2+ et DCX+ après 24 heures de différenciation dans différentes conditions de disponibilité en T3.
I.4. Discussion
II. Influence des hormones thyroïdiennes et de l’activité physique sur l’activation des cellules souches neurales de la SVZ adulte
II.1. Contrôle du statut thyroïdien
II.2. Analyse de l’influence du statut thyroïdien et de l’activité physique sur la prolifération cellulaire dans la SVZ adulte
II.3. Analyse de l’influence du statut thyroïdien et de l’activité physique sur l’activation et la différenciation des CSNs dans la SVZ adulte
II.4. Discussion
Discussion générale
Annexes
Annexe I : Transient hypothyroidism favors oligodendrocyte generation providing functional remyelination in the adult mouse brain
Annexe II : Comparative approaches to understanding thyroid hormone regulation of neurogenesis
Annexe III : Thyroid hormone signaling and adult neurogenesis in mammals
Annexe IV : Poster : Impact of thyroid status on radial glial to neural stem cell transition in the developing brain and on p57kip2 in adult neurogenesis
Annexe V : Poster : Thyroid hormones and cell metabolism cooperate in determining adult neural stem cell fate
Annexe VI : Curriculum Vitae
Références

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