Contribution à la biologie du serran Serranus cabrilla (Serranidae)

Selon la banque de données Médifaune (Fredj et Meinardi, 2001), la faune ichtyologique représente le 1/10ième de la faune globale recensée en Méditerranée, dont 64% sont inventoriés sur les côtes Nord-africaines (Quignard et Tomasini, 2000). Dans cette mer semi-fermée, Quignard et Tomasini (2000) estiment la diversité ichtyologique à 664 espèces dont 86 Chondrichthyes et 575 Osteichthyes alors que le dernier rapport de l’UICN considère que le peuplement ichtyologique indigène de Méditerranée est représentée par 513 espèces et 6 sous-espèces (Abdul Malak et al., 2011). L’essentiel des espèces ichtyologiques évoluent dans les eaux du plateau continental qui couvrent presque 20% du total des eaux de la Méditerranée, par rapport au 7,6% des océans mondiaux (Pinardi et al., 2006). Cette tranche bathymétrique qui abrite des habitats divers et complexes est perpétuellement soumise aux multiples pressions anthropiques (Ramade, 1989 ; Magnan, 2009 ; Azzurro et al., 2010; Abdul-Malak et al., 2011 ; Albouy et al., 2012), ce qui conduit inexorablement à la dégradation des écosystèmes côtiers et la perte de diversité spécifique, comme c’est le cas desfonds mixtes à coralligène ou les prairies à Posidonia oceanica. Ces écosystèmes littoraux, extrêmement riches et productifs, d’un point de vue biologique, jouent un rôle essentiel pour le renouvellement des ressources halieutiques du plateau continental (Costanza et al., 1997).

En Méditerranée, les travaux sur les peuplements ichtyologiques côtiers aussi bien en zone ouverte qu’au sein des MPA sont assez nombreux et traitent différents aspects de la biologie et de l’écologie (Bell et Harmelin-vivien, 1982 ; Harmelin-vivien, 1982, 1984; Khoury, 1987; Renones et al., 1995; Francour et Le Direac’h, 1994, 1998 ; Guidetti, 2000 ; Guidetti et Bussotti, 2000; Francour, 1989 ; 1996, 1997, 2000; Macpherson et al., 2002; Frau et al., 2003; Letourneur et al., 2003; Francour et Bodilis, 2004 ; Massuti et al., 2004 ; Bonaca et Lipej, 2005; Clynick, 2006 ; Moranta et al., 2006 ; Dufour et al., 2007 ; Hannachi et al., 2014 ; Guidetti et al., 2014 ; Bussoti et al., 2015). La connaissance des paramètres vitaux est aussi primordiale pour toute recherche relative à la dynamique des populations des espèces marines d’intérêt économique. Elle est tributaire de la connaissance des différents stocks hauturiers et côtiers à travers différents descripteurs de la biologie halieutique, comme la mortalité, la longévité, les stratégies de reproduction (âge et fréquence des reproductions) et de croissance (changements des paramètres du milieu, migration trophique). Dans ce contexte, l’étude des peuplements ichtyologiques peut être considérée comme une approche d’une importance capitale pour les gestionnaires appelés à proposer des modèles de gestion cohérents et réalistes d’un espace marin exploitable. Dans ce dernier, le peuplement ichtyologique constitue l’un des compartiments nectoniques les plus importants, non seulement du point bio écologique en qualité de régulateur des chaines trophiques, mais surtout économique pour un pays comme l’Algérie à la façade maritime de plus 1600 km et dont l’essentiel de l’activité de pêche est focalisée dans les eaux côtières (3/4 de la flottille nationale pratique en milieu côtier).

BİOMÉTRİE

L’objet le plus classique de la morphométrie est de permettre de distinguer au sein d’une même population des différences, soit spécifiques, soit au sein d’une même espèce, des sousespèces ou groupements raciaux, sur la base de critères métriques et numériques. Du point de vue halieutique ou dans une perspective d’élevage d’organismes aquatiques, l’identification des stocks au sein d’une espèce est un préalable majeur à la connaissance de la biologie et de la dynamique des populations. Ces critères morphologiques sont souvent liés à l’influence des facteurs environnementaux comme la salinité, la lumière, l’oxygène dissous, la température (Ali et Lindsey, 1974; Beacham, 1990) et l’alimentation (disponibilité de la nourriture, type d’aliment) qui affecte en particulier la plasticité méristique (Meyer, 1990; Robinson et Wilson, 1995; Day et Mcphail, 1996). Malgré le remplacement des critères biologiques, morphométriques et méristiques par l’analyse génétique et cytogénétique qui fournissent des informations précises dans la ségrégation des stocks habitant la même aire géographique ou des écosystèmes aquatiques différents (mer et lagune, par exemple), comme c’est le cas chez le bar Dicentrarchus labrax (Allegrucci et al., 1997; Castilho et Andrew, 1998; Lemaire et al., 2000), l’utilisation des caractères morphologiques restent toujours d’actualité pour la discrimination des populations ichtyologiques (Kara et Frehi, 1997; Chaoui et al., 2001; Benchalel et Kara, 2010; Fitzcharles, 2012; Boudinar et al., 2015).

MATERIEL & METHODES 

Synonymes taxonomiques et appellations vernaculaires

Selon Tortonèse (1986), S. cabrilla est connue aussi sous l’espèce suivante :
– Serranus cabrilla (Linnaeus, 1758).
– Paracentropristis cabrilla (Linnaeus, 1758).
– Perca cabrilla (Linnaeus, 1758).
– Serranus cabrilla (Linnaeus, 1758).
– Serranus knysnaensis (Gilchrist, 1904).

Dans de nombreuses régions du monde, S. cabrilla prend différentes appellations vernaculaires. Nous citerons quelques appellations dans certains pays de la rive méditerranéenne :
– Liban : Kazâz shib.
– Lybie : Serran.
– Espagne : Serra, comber, cabra, mero bord.
– Italie : Boccacia, bolagio, bolaxo, donzella, perca, serrania.
– France : Sarran, sarran chèvre, sarran commun, bar, tétard.
– Grèce : Chanos, xános.
– Algérie : Sarran (Annaba, Alger, Bou-Haroun, El-Kala,), sarrano (Béni-saf, Oran), sarran zalamite (Béjaia), serranow (Ghazaouet) (Djabali et al., 1993 ; Weinberg, 2013).

Selon la littérature, l’espèce Serranus cabrilla serait scindée en deux groupes bien distincts du point de vue morphologique (Fig. 1). En effet, Risso (1810, 1827), Moreau (1881), Dieuzeide et al., (1954), Dufossé (1956) et Oliver (1960, 1970, 1981) distinguent deux variétés au sein de cette espèce en se basant sur la livrée du corps:
– Variété I : appelé « serran jaune » de couleur jaune pâle.
– Variété II : appelé « serran rouge » de couleur vive (rouge vermillon et rouge brun foncé).

Les serrans jaunes présentent généralement des bandes longitudinales faciales jaunâtres se prolongeant sur les flancs et des bandes verticales brun-clair tandis que les serrans rouges ont une coloration plus vive et plus soutenue aves des bandes longitudinales faciales orangés très vives ou vermillon se prolongeant sur les flancs et des bandes verticales brunâtres ou brun-rougeâtres. Les nageoires portent de petits ocelles orangés bien visibles.

Provenance des échantillons

L’obtention d’un échantillon représentatif est l’un des principaux problèmes dans l’étude de la dynamique des populations exploitées. Entre octobre 2008 et octobre 2009, nous avons recueilli auprès des mareyeurs et des poissonneries de la ville d’Annaba (Sidi-Salem) et de Chétaibi, un total de 275 individus (12 < Lt < 23,7 cm; 16 < Wt < 136,11 g. Selon le témoignage des pêcheurs des deux régions, la pêche est réalisée sur la côte au moyen des palangres ou lignes dormantes et des filets maillants.

Morphométrie

En halieutique, l’utilisation des caractères métriques et méristiques ou numériques constituent tout un ensemble de critères permettant la reconnaissance et la classification des espèces de poisson. Les premiers donnent des valeurs décimales qui, de plus, doivent être analysées par rapport à d’autres paramètres tandis que les seconds s’expriment en valeurs entières et peuvent être comptés avec précision. En fonction de l’objectif, les critères numériques retenus différent d’une espèce à une autre. Ils peuvent être soit externes (rayons durs et mous des nageoires, bandes pleurales sur les flancs, pores sur la tête ou le museau, écaillure, épines ou stries operculaires, etc…), soit internes (vertèbres, caeca pyloriques, branchiospines, dentition, etc.).

Caractères numériques (méristiques)

Les caractères numériques étudiés dans le cas présent sont la formule radiaire (nombre de rayon ossifiés et mous sur les nageoires dorsales et anales), le nombre de branchiospines situées sur le premier arc branchial gauche (Fig. 2) ainsi que le nombre d’écailles sur la ligne latérale. Les rayons durs se distinguent facilement des rayons mous par leur structure ossifiée et pointue à leur extrémité distale. Pour éviter éventuellement tout biais de comptage, les rayons mous ont été dénombrés à partir de leur base. Le comptage des branchiospines s’effectue à l’œil nu pour les adultes et sous une loupe binoculaire à l’aide d’une aiguille pour les petits individus. Pour qu’elle soit prise en considération, une branchiospine doit être capable de retenir une aiguille fine appuyée le long de l’arc branchial. Les limites de comptage des écailles de la ligne latérale sont comprises entre la base de la bordure operculaire et la limite de la partie charnue du pédoncule caudale (limite de la mesure de la longueur standard) car la numération des dernières écailles est considérée aléatoire. Les valeurs obtenues sont comparées statistiquement entre les sexes (mâles et femelles) et entre les individus immatures et matures, en utilisant le test t de Student (Minitab, version 13.2).

Table des matières

İNTRODUCTİON GÉNÉRALE
CHAPİTRE I : BIOMÉTRIE
1. INTRODUCTION
2. MATERIEL ET METHODES
2.1. Présentation de l’espèce Serranus cabrilla
2.2. Synonymes taxonomiques et appellations vernaculaires
2.3. Provenance des échantillons
2.4. Morphométrie
2.4.1. Caractères numériques (méristiques)
2.4.2 Caractères métriques
2.4.3. Analyse statistique
2.4.4. Dimorphisme sexuel
2.4.5. Otolithométrie
2.4.5.1. Localisation des otolithes
2.4.5.2. Extraction et conservation
2.4.5.3. Analyse statistique
3. RESULTATS
3.1. Caractères numériques
3.2. Caractères métriques
3.3. Dimorphisme sexuel
3.4. Dimorphisme entre serran rouge et jaune
3.5. Otolithométrie
4. DISCUSSION
5. CONCLUSION
6. RÉFÉRENCES
CHAPİTRE II : ÂGE ET CROİSSANCE
1. INTRODUCTION
2. MATERIEL ET METHODES
2.1. Etude de l’âge
2.1.1. Prélèvement, stockage et préparation des écailles
2.1.2. Lecture d’âge
2.1.3. Relation entre la longueur totale du poisson et le rayon de l’écaille
2.1.4. Dépôt des anneaux et croissance marginale
2.1.5. Détermination de l’âge par la méthode rétrocalcul
2.2. Modélisation de la croissance
2.2.1. Croissance linéaire absolue
2.2.2. Croissance relative ou relation taille-masse
2.2.3. Croissance pondérale absolue
3. RESULTATS
3.1. Âge
3.1.1. Périodicité de la formation de l’anneau d’arrêt de croissance
3.1.2. Relation entre la longueur totale du poisson et le rayon de l’écaille
3.1.3. Calcul des tailles moyennes aux différents âges (rétrocalcul)
3.2. Croissance
3.2.1. Croissance linéaire absolue
3.2.2. Croissance relative
3.3. Croissance pondérale absolue
4. DISCUSSION
5. CONCLUSION
6. RÉFÉRENCES
CHAPİTRE III : REPRODUCTİON
1. INTRODUCTION
2. MATERIEL ET METHODES
2.1. Sex-ratio
2.2. Examen macroscopique des gonades
2.3. Rapport gonado-somatique
2.4. Rapport hépato-somatique
2.5. Adiposité
2.6. Taille à la première maturité sexuelle
2.7. Coefficient de condition où l’indice pondéral
2.8. Analyse statistique
3. RESULTATS
3.1. Sex-ratio
3.2. Stades de maturation
3.3. Rapport gonado-somatique
3.4. Rapport hépato-somatique
3.5. Adiposité
3.6. Taille à la première maturité sexuelle
3.7. Coefficient de condition ou indice pondéral
4. DISCUSSION
5. CONCLUSION
6. RÉFÉRENCES
CHAPİTRE IV : RÉGİME ALİMENTAİRE
1. INTRODUCTION
2. MATÉRIEL ET MÉTHODES
2.1. Echantillonnage
2.2. Méthodes analytiques
2.2.1. Prélèvement et conservation des tubes digestifs
2.2.2. Méthodes d’analyse du contenu des tubes digestifs
2.2.3. Analyse qualitative
2.2.4. Analyse quantitative
2.2.4.1. Coefficient de vacuité (Cv%)
2.2.4.2. Fréquence d’une proie (F%)
2.2.4.3. Pourcentage numérique d’un groupe de proies (Cn%)
2.2.4.4. Pourcentage pondéral d’un groupe de proies (Cp%)
2.2.4.5. Nombre moyen de proies (Nm)
2.2.4.6. Poids moyen de proies (Pm)
2.2.4.7. Indice d’importance relative (IRI)
2.2.4.8. Niveau trophique
2.2.4.9. Analyse statistique
3. RÉSULTATS
3.1. Courbe cumulative des proies
3.2. Vacuité digestive
3.3. Diversité des proies ingérées
3.4. Importances numérique et pondérale et fréquence des proies
3.5. Classement global des proies
3.6. Variations saisonnières du régime alimentaire
3.7. Variations du régime alimentaire en fonction du sexe
3.8. Variation du régime alimentaire entre les immatures et les matures
3.9. Variations ontogénétiques
3.10. Niveau trophique
4. DISCUSSION
5. CONCLUSION
6. RÉFÉRENCES
CONCLUSION GÉNÉRALE & PERSPECTIVES
RÉSUMÉS
ANNEXES

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