Composition de grain du blé

L’origine génétique du blé dur

Les espèces ancestrales qui seraient à l’origine du blé dur cultivée sont diploïdes avec 2 n = 14. Une hybridation spontanée entre ces espèces a été à l’origine de la formation d’une nouvelle espèce riche en gluten, c’est le blé dur ou amidonnier (CLERGET, 2011). Le blé dur est allotétraploïde (deux génomes : AABB), comptant au total 28 chromosomes (2n=4x=28), contenant le complément diploïde complet des chromosomes de chacune des espèces souches. Comme telle, chaque paire de chromosomes du génome A a une paire de chromosomes homéologues dans le génome B, à laquelle elle est étroitement apparentée. Les analyses cytologiques et moléculaires laissent croire que les sous-espèces de T. turgidum seraient issues de l’hybridation spontanée de Triticum monococcum L. subsp. boeoticum (Boiss.) (synonyme : Triticum urartu : AA) avec une espèce de blé diploïde inconnue contenant le génome B (FELDMEN, 1976).

Selon KIMBER et SERAS (1987), une ou plusieurs des cinq espèces diploïdes de la section Sitopsis du genre Triticum pourraient avoir fourni le génome B aux blés polyploïdes. D’après l’analyse moléculaire, le génome de T. speltoides s’apparente plus au génome B du blé dur et du blé tendre (TALBERT et al., 1995). En outre, l’analyse de l’ADN des chloroplastes montre que T. speltoides est probablement le donneur maternel du blé dur (WANG et al., 1997). Le résultat de cette hybridation naturelle est l’amidonnier sauvage (Triticum turgidum ssp. dicoccoides (Korn.) Thell) qui a été domestiqué plus tard sous la forme du blé amidonnier (Triticum turgidum ssp. dicoccum (Schrank) Thell). Des milliers d’années de culture et de sélection ont abouti à la formidable variabilité des blés tétraploïdes issus de l’amidonnier sauvage. Un certain nombre de sous-espèces ont donc été caractérisées, principalement d’après les caractères morphologiques (VAN SLAGEREN, 1994) : T. turgidum ssp. paleocolchicum, T. turgidum ssp. polonicum, T. turgidum ssp. turanicum, T. turgidum ssp. carthlicum, T. turgidum ssp. turgidum et T. turgidum ssp. durum. Parmi tous les blés tétraploïdes cultivés, T. turgidum ssp. durum est de loin le plus important. À son rythme, la nature fabrique donc à l’infini des organismes génétiquement modifiés assurant ainsi une grande diversité au monde vivant, c’est ce qu’on appelle l’évolution. Les blés domestiqués actuels sont en effet des espèces polyploïdes dérivées des espèces ancestrales sauvages diploïdes. L’homme n’intervient ici qu’au niveau de la sélection qui n’a plus rien de naturelle. Il privilégie les espèces les plus faciles à cultiver, les plus résistantes, les plus productives, les plus rentables en fonction de l’utilisation qu’il en fait (CLERGET, 2011).

Composition de l’amidon

Les granules d’amidon se composent de deux types d’alpha-glucan ; amylose (en général 26 à 28%) et amylopectine (72 à 74%), qui représentent approximativement 98-99% du poids sec. La répartition granulométrique des grains d’amidon est directement liée au rapport amylose/amylopectine de l’amidon (GIBSON et al., 1997). Ces deux polymères ont des structures très différentes, l’amylose étant linéaire et l’amylopectine très ramifiée. Les teneurs respectives en amylose et en amylopectine influent sur les propriétés chimiques et technologiques d’un amidon, propriétés telles que sa susceptibilité à l’hydrolyse enzymatique, ses propriétés gélifiantes et épaississantes. Les proportions de l’amidon et de ses deux polymères varient d’une plante à l’autre (GODFREY et WEST, 1996). Les amidons de céréale contiennent des lipides intégraux sous forme de lysophospholipids (LPL) et acides gras libres (FFA) qui sont franchement corrélés avec la fraction d’amylose. LPL peut présenter jusqu’à 2% de poids d’amidon.

Cependant, les granules peuvent également être souillés avec des lipides extérieurs (MORRISON, 1985, 1988, 1995). Les amidons purifiés contiennent également près de 0.6% de protéine dans leurs compositions. Les lipides et les protéines ont la capacité de modérer la fonctionnalité de l’amidon (APPELQVIST et DEBET, 1997). Des quantités relativement petites de minéraux (environ 0.4%) (Calcium, magnésium, phosphore, potassium et sodium) font partie aussi de la composition d’amidon. Le phosphore est trouvé sous trois formes principales, monoesters de phosphate, phospholipides et phosphates inorganiques (BLENNOW et al., 1998, 2000, 2002 ; KASEMSUWAN et JANE, 1996). Les enzymes hydrolysant l’amidon sont classifiées comme amylases (α et β amylases). (BAMFORTH et QUAIN, 1989).

Effet du stress hydrique sur la germination

En absence d’humidité suffisante, la graine même si elle est correctement placé dans le sol, elle n’évolue pas, retardant ainsi, la levée de la culture, et en cas de persistance de sécheresse, la situation peut se traduit par une absence de levée (FELIACHI et al., 2001). La sécheresse est l’un de principaux facteurs environnementaux qui affecte grandement la germination des espèces cultivées et réduit leur survie au cours des stades précoces de développement. Au cours de cette phase, c’est le métabolisme des carbohydrates qui se trouve fortement affecté (INGRAM et al., 1996), à travers la perturbation du fonctionnement enzymatique impliqué dans ce processus. Il a été démontré que le glyceraldéhyde-3-déshydrogénase cytolosique est fortement induite par le déficit hydrique ce qui est l’origine d’un changement de l’acuité de la glycose (VELASCO et al., 1994). De nombreux gènes contrôlant le métabolisme des sucres simples sont régulés en amont par les variations de l’hydratation cellulaire. Quoi que l’hydrolyse de l’amidon et la libération des sucres réducteurs énergétiques constituent une étape incontournable dans le déroulement de la germination, mais indirectement la disponibilité des carbohydrates pendant cette phase assure un rôle de protection contre le déficit hydrique. Ils constituent les principaux osmolytes impliqués dans l’ajustement osmotique, assurent une protection des macromolécules essentiellement membranaires (BRAY et al., 1989).

Conditions de germination des graines

Les graines ont été mises en germination dans des boites de Pétri à base recouverte de deux couches de papier filtre (Whatman2) et imbibées dans des solutions de germination préparées suivant des valeurs de potentiel osmotique décroissant (0MPa, -1MPa, -1.5MPa, -2MPa). L’essai comporte quatre traitements en se référant à ces potentiels osmotiques. Les variations des potentiels osmotiques des milieux de germination ont été réalisées par un apport de PEG 6000. Les différentes concentrations utilisées sont mentionnées dans le tableau 02. Chaque traitement osmotique comporte quatre répétitions et chaque répétition comporte dix graines de chaque génotype. L’essai est constitué de 96 répétitions. Les graines ont été mises en germination dans une étuve à une température de 20°C. On a procédé par le choix des graines mises en germination, par observation avec un stéréo-microscope. Les graines sélectionnées ne présentent aucune altération des téguments ainsi que l’embryon et présentant un poids de mille grains caractéristique du génotype concerné. Cette procédure a été réalisée dans un but de limiter toute erreur pouvant survenir à la suite de la qualité du grain, pouvant imposer des variations en dehors de celle recherchée des facteurs de notre étude (nature du génotype, potentiel osmotique du milieu de germination).

Le taux d’imbibition et de germination des graines

Le taux d’imbibition ou la prise d’eau relative des graines en germination de l’ensemble des génotypes et au niveau des quatre traitements osmotiques est déterminée chaque 12 heures, du début de la germination jusqu’à la percée des téguments par la radicule, équivalent à 72 heures de temps de germination. L’imbibition est déterminée par le rapport suivant : Imbibition (%)= ((Pt-Pi)/Pi) x100 Où Imbibition, représente la prise d’eau pendant un temps t, exprimée en pourcentage. Pt représente le poids du grain après un temps t de mise en germination exprimé en grammes. Pi est le poids initial de la graine déterminé avant la mise en germination exprimé en grammes. Le poids Pt est estimé par pesée des graines prélevées des différents milieux de germination et essuyées délicatement avec un papier buvard afin d’éliminer toutes traces de l’eau de surface. La taux de germination des graines relevé chaque 12 heures pendant 72 heures de mise en germination, est exprimé en pourcentage et représente le nombre de graines germées par rapport au nombre total des graines initialement mises en germination, à travers le rapport suivant : Taux de germination (%)= (nombre de graines germées/nombre total des graines) x 100 Une graine est considérée germée lorsqu’elle présente sa radicule est visible après percée des téguments.

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Table des matières

Introduction
Synthèse bibliographique
1.Données sur le blé dur
1.1. L’origine génétique du blé dur
1.2. Origine géographique
2.La germination
2.1. Composition de grain du blé
2.1.1. Les enveloppes
2.1.2. Le germe
2.1.3. L’albumen ou amande
2.2. Définition de la germination
2.3. Physiologie de la germination
2.4. Composition de l’amidon
2.5. Les amylases
2.5.1. α-amylase
2.5.2. β-amylase
2.6. Hétérogénéité de la germination
2.7. Action des gibbérellines sur l’hydrolyse des réserves amylacées et la germination de la graine
3.Définition de stress hydrique
4.Effet du stress hydrique sur les plantes
5.Effet du stress hydrique sur la germination
6.Mécanisme de résistance contre le déficit hydrique
Matériel et méthodes
1.Objectifs de l’expérimentation
2.Matériel végétal
3.Localisation de l’expérimentation
3.1. Conduite de l’expérimentation au laboratoire
3.1.1. Conditions de germination des graines
3.1.2. Les mesures effectuées
3.1.2.1. Le taux d’imbibition et de germination des graines
3.1.2.2. La longueur de la radicule et de la coléoptile et le nombre des racines formées
3.1.2.3. Activité des amylases au niveau des graines en germination
Extraction du complexe enzymatique
1.Dosage de l’activité des amylases
2.Réalisation de la courbe d’étalonnage
3.1.2.4. Dosage des sucres simples
3.2. Caractérisation agronomique des génotypes utilisés
3.2.1. Conduite de l’essai
4.Méthode des analyses statistiques
Interprétation des résultats
1.Les paramètres physiques de la germination
1.1. Paramètres d’évolution du taux d’imbibition
1.2. Taux de germination des graines (%)
1.2.1. Après les 24h de la mise en germination
1.2.2. Après les 72h de la mise en germination
1.3. Longueur de la racine principale
1.4. Longueur du coléoptile
1.5. Nombre de racines
2.Les paramètres biochimiques
2.1. Activité totale des amylases
2.1.1. Après 24 heures de mise en germination
2.1.2. Après 48 heures de mise en germination
2.2. Activité des α-amylases
2.2.1. Après 24 heures de mise en germination
2.2.2. Après 48 heures de mise en germination
2.3. Taux des sucres solubles
3.Essai en plein champ
3.1. Paramètres morphologiques de la tige
3.2. Les caractéristqiues de l’épi et les composantes du rendement
Discussion des résultats
Conclusion
Références bibliographiques Annexe