Composants toxiques de la membrane cellulaire

Composants toxiques de la membrane cellulaire

Morphologie

Corynebacterium pseudotuberculoses est une bactérie qui appartient à l’ordre des Actinomycetales, au sous-ordre des Corynebacterineae et à la famille des Corynebacteriaceae. Le genre Corynebacterium est composé en 2005 de 66 espèces différentes, 38 d’entre elles (Tableau 1) ayant une implication en pathologie (BERNARD, 2005). Cette bactérie est donc un bacille Gram positif, assez court : 1 à 3 μm de long pour 0,5 à 0,6 μm de large. En culture artificielle, elle peut être coccoïde. Elle est immobile, aérobie facultative ou anaérobie, non encapsulée et non sporulée. La forme bacillaire présente des granules métachromatiques qui sont absents dans les formes coccoïdes. C. pseudotuberculosis est un parasite intracellulaire facultatif qui a la capacité de survivre dans les macrophages (CHIRINO-ZÁRRAGA et al., 2006). La structure de sa paroi bactérienne est complexe, et nécessite notamment une synthèse d’acides gras pour être fonctionnelle en permanence. En réponse à un changement de température, la composition de la membrane est modifiée, ce qui permet à la fluidité membranaire et aux activités biochimiques au sein de la bicouche d’être maintenues. Ces changements sont permis par la présence de gènes régulés par la température (S. C. McKEAN et al., 2007a). Les lipides représentent en moyenne 6,52% du contenu de la paroi. Il existe des différences significatives de composition selon les isolats (MUCKLE et GYLES, 1983). Les colonies bactériennes sont blanches, régulières, et responsables d’une α-hémolyse. Le diamètre d’une colonie après 48h d’incubation est de 1 mm en moyenne. La croissance sur gélose au sang produit une odeur de souris (CONNOR et al., 2000).

Culture et identification

La méthode de culture standard a été décrite par LENNETTE et al. en 1985. Elle implique l’utilisation d’une gélose au sang sur laquelle on étale le prélèvement, et qu’on maintient ensuite à 37°C pendant 48h (COSTA et al., 1998). En effet, les colonies sont très petites, voire invisibles après seulement 24h d’incubation. L’identification est basée sur les résultats au test de Gram, sur l’observation de la morphologie des colonies et sur des tests faisant appel aux propriétés biochimiques. Après 48h sur gélose au sang, on peut observer une bande étroite d’hémolyse autour des colonies. De plus, celles-ci sont facilement décollables de la surface de la gélose, et crépitent sous une flamme, à cause de leur important contenu en lipides (SMITH et SHERMAN, 2009). On met en évidence en particulier le caractère catalase positive et oxydase négative de la bactérie. En laboratoire, on utilise le plus souvent des tests rapides permettant d’identifier la bactérie. On peut citer l’exemple du kit API® Coryne, produit par bioMérieux. Le temps nécessaire à l’identification est alors assez court, variant de quelques heures à deux jours selon le test utilisé. Il faut cependant garder en mémoire que ces tests peuvent manquer de précision, et doivent parfois être couplés à d’autres tests, mettant en évidence d’autres propriétés de la bactérie, pour obtenir un résultat exact (BERNARD, 2005).

Pathogénicité et facteurs de virulence

L’adaptabilité de la bactérie à l’hôte est essentielle pour l’expression de son pouvoir pathogène. Celle-ci est facilitée par la plasticité du génome, qui peut être augmentée grâce à des mécanismes tels que le transfert horizontal de gènes. Les îlots de pathogénicité jouent un rôle important dans ce type de transfert. En effet, ils constituent de larges régions, acquises par transfert horizontal, qui abritent des ensembles de gènes de virulence. Ceux-ci permettent notamment l’adhérence de la bactérie aux cellules de l’hôte, la colonisation et l’invasion de l’hôte, l’échappement au système immunitaire de celui-ci, et confèrent une toxicité au germe. Ces îlots de pathogénicité sont repérables grâce à un détournement de la fonction des codons, à la proportion de paires G+C ou de dinucléotides – qui diffère selon les bactéries, ce qui permet de repérer les gènes issus de donneurs, et à la présence de séquences d’insertion (Figure 1). Un outil a été développé dans le but de repérer ces îlots, et utilisé sur C. pseudotuberculosis. Sept régions probables ont ainsi pu être identifiées, qui contiennent en proportion deux fois plus de facteurs de virulence que dans le reste du génome (SOARES et al., 2012).

Phospholipase D

C’est une enzyme spécifique de la sphingomyéline, qui catalyse la dissociation de cette molécule en céramide phosphate et choline. Elle est responsable de grands dommages sur les membranes cellulaires chez les Mammifères, ce qui permet à C. pseudotuberculosis de résister à la destruction dans les cellules phagocytaires. De plus, elle augmente la perméabilité vasculaire localement, ce qui facilite la dissémination de la bactérie dans l’organisme. Elle affecte aussi le chimiotactisme permettant aux neutrophiles d’accéder au site d’infection, ceux-ci sont donc moins nombreux (YOZWIAK et SONGER, 1993). La phospholipase D est le facteur de virulence principal de la bactérie (BAIRD et MALONE, 2010; SIMMONS et al., 1997). Cette protéine est aussi produite par C. ulcerans et par Arcanobacterium haemolyticum.

Elle a une fonction similaires pour toutes ces bactéries (SKALKA et al., 1998). Toutes les souches connues la produisent ((LITERÁK et al., 1999; MOHAN et al., 2008). Les souches bactériennes portant un mutant atténué du gène pld ne sont responsables que de symptômes mineurs et peuvent induire une forte protection contre la maladie caséeuse. De plus, l’infection d’ovins par une souche phospholipase D-négative, chez laquelle le gène pld a été inactivé par mutagenèse sur site spécifique n’entraîne aucun symptôme de lymphadénite caséeuse. Cela se vérifie toujours quand les animaux sont infectés avec une dose de bactérie mutante deux fois plus importante que la dose nécessaire à la souche sauvage pour induire la maladie (HODGSON et al., 1992). Ces données indiquent bien le rôle central de ce gène dans la pathogénie. Dans une étude datant de 2007 portant sur 42 souches de C. pseudotuberculosis provenant de différents pays, on en a trouvé trois qui ne produisaient pas la PLD. Mais on a pu montrer par PCR que ces souches possédaient en réalité le gène pld. La synthèse de cette protéine était simplement trop faible pour pouvoir être détectée par la méthode utilisée (CONNOR et al., 2007).

Dans une autre étude, on a montré qu’une souche, nommée 1002, ne sécrétait pas la phospholipase D en culture. C’est une souche peu pathogène, mais tout de même capable de provoquer la formation d’abcès de localisations diverses chez les souris sensibles. On n’a pas encore pu mettre en évidence la présence ou l’absence de PLD lors de l’infection d’un mammifère par cette souche. Le mécanisme à l’origine de sa faible virulence n’est pas connu (PACHECO et al., 2011). La séquence codant pour la phospholipase D a été étudiée (McNAMARA et al., 1995). La protéine est longue de 306 acides aminés, et inclut une séquence signal supposée de 26 acides aminés. Son poids moléculaire est de 31,2 kDa. Les séquences des gènes pld de C. pseudotuberculosis biovars equi et ovis, de Corynebacterium ulcerans et de Arcanobacterium haemolyticum qui synthétisent aussi une phospholipase D, sont très homogènes. Cette similarité des séquences (de 64 à 98% d’homogénéité) suggère que ces enzymes agissent comme des facteurs de virulence déterminants de ces quatre bactéries. Il a cependant pu être démontré qu’il existe au moins une différence entre les séquences des gènes pld des biovars equi et ovis. En effet, il y a un site de restriction BamHI supplémentaire dans le génome du biovar equi. Cela pourrait être un moyen de déterminer de manière sûre l’appartenance d’une souche bactérienne à l’un de ces deux biovars, le test de réduction de la nitrate n’étant pas toujours valable (SONGER et al., 1990). Une étude a montré que pld était un gène régulé par les chocs thermiques. Il est très fortement sous-exprimé quand la température atteint les 43°C. Cette sous-expression est visible rapidement, 10 min après que les 43°C soient atteints, et le niveau minimal d’expression est atteint au bout de 20 min (McKEAN et al., 2007a).

Table des matières

INTRODUCTION
ÉTIOLOGIE
Morphologie
Culture et identification
Pathogénicité et facteurs de virulence
Phospholipase D
Fag B
Sérine protéase
Composants toxiques de la membrane cellulaire
CP40, une autre toxine sécrétée
Typage de la bactérie et comparaison de différents isolats
Techniques de typage
a) RT-PCR
b) ERIC-PCR
c) BOX-PCR
d) RADP
e) ADSRRS-fingerprinting
f) Ribotypage
g) Pulse-field gel electrophoresis (PFGE)
Diversité des C. pseudotuberculosis
Stabilité du génome
ÉPIDÉMIOLOGIE
Répartition
Prévalences
Afrique
Amérique
Asie
Océanie
Europe
Cas de la France
Modes de transmission
Par contact
Aérosols
Facteurs de risque
Facteurs intrinsèques
a) Âge
b) Sexe
c) Localisation des lésions
Facteurs extrinsèques
a) La tonte
b) Le comportement
c) Plaies iatrogènes
d) Douches et bains antiparasitaires
e) Mode d’élevage
PHYSIOPATHOLOGIE
Voies d’entrée de la bactérie
Extension de l’infection
Réponse immunitaire
Mécanismes mis en jeu
Échappement au système immunitaire de l’hôte
Persistance de Corynebacterium pseudotuberculosis dans l’hôte
SIGNES CLINIQUES ET LÉSIONNELS
Signes cliniques
Lymphadénite caséeuse chez les petits ruminants
a) Forme cutanée
(1) Description
(2) Localisation des abcès
b) Forme viscérale
(1) Description
(2) Localisation des lésions
c) Complications
d) Association avec le virus de Maedi-Visna
Mammites
Lymphangite ulcérative chez les bovins et les bisons
Dermatite ulcérative et nécrosante du pied chez les bovins
Avortements
Infection localisée au point d’inoculation
Autres
Lésions
Aspect macroscopique des abcès caséeux
Composition cellulaire des abcès caséeux
DIAGNOSTIC
Clinique
Portage sain
Forme cutanée
Forme viscérale
Examens complémentaires
Diagnostic de laboratoire
Test ELISA
Microagglutination
Western Blot
Test SHI
PCR
Détection de l’interféron-gamma
Spectroscopie par résonance plasmonique de surface (SPR)
Comptage monocytaire et concentration en haptoglobine sérique
Réactions croisées
Diagnostic différentiel
Autres causes d’abcès
Adénomégalies consécutives à des infections
Autres causes de mammites chez les bovins
Kystes
Tumeurs
TRAITEMENTS ET PRÉVENTION
Traitements médical et chirurgical
Antibiothérapie
Parage des abcès
Prévention
Mesures sanitaires
a) Lors de la tonte
b) Lors des introductions et sorties d’animaux dans un troupeau
c) Dans les troupeaux infectés
Prophylaxie médicale
a) Les différents types de vaccins
(1) Vaccins dirigés contre la bactérie
(2) Vaccins dirigés contre une toxine bactérienne : la phospholipase D
(3) Vaccins combinés
(4) Vaccins vivants
(5) Vaccins ADN
b) Les vaccins disponibles
(1) Autovaccins
(2) Vaccins commerciaux
c) Hypothèses de recherche en terme de nouveaux vaccins
d) Efficacité de la vaccination
e) Exemple de stratégie vaccinale : l’Australie
Importance du contrôle de la maladie
Conséquences sanitaires
Conséquences économiques
a) Inspection des carcasses et saisies
b) Déficit de production de laine
c) Syndrome de la brebis maigre
d) Autres
Exemple d’un plan d’éradication : les Pays-Bas
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE

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