Comparaison de la croissance et du développement des lignées HD avec la variété témoin

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Plantes haploïdes

Définition

Les haploïdes (cellules, tissus ou plantes) possèdent une garniture chromosomique (n). Les plantes haploïdes proviennent normalement d’une cellule ou un tissu haploïde. Elles sont souvent stériles (ASSELIN DE BEAUVILLE, 1976).Toutefois, elles deviennent fertiles par dédoublement spontané ou artificiel du nombre ed chromosomes en utilisant des agents chimiques comme la colchicine. Ainsi, les plantes doubles haploïdes ou haploïdes doublés HD sont obtenues (QUIDERDONI et al, 1986). Ces plantes HD présentent une homozygotie parfaite et donnent des descendants ayant des caractères identiques entre eux après une autofécondation. Ce sont des lignées pures (DEMARLYet SIBI, 1989).

Différentes techniques d’obtention des plantes haploïdes

Les plantes haploïdes ont été produites spontanémenou artificiellement.

Haploïdes spontanés

Les premiers haploïdes observés provenaient d’haploïdisation spontanée des plantes comme les piments, le cacaoyer, le caféier et le cotonnier. Dans ces plantes, une graine est capable de germer pour donner deux jeunes plantes jumelles dont l’une d’elle est haploïde.
Néanmoins, les plantes haploïdes sont courtes et souvent stériles. Quelquefois, ces plantes haploïdes spontanées peuvent devenir diploïdes au cours de leur développement par suite d’une mitose anormale (DEMARLY, 1992).

Production des haploïdes par voie artificielle

De nombreuses techniques réalisées in vitro telles que la culture d’anthères (androgenèse), la culture d’ovaire (gynogenèse) et l’élimination de chromosomes ont été appliquées pour créer les plantes haploïdes (ZAPATA- ARIAS, 1995).

Androgenèse artificielle

Il s’agit de cultiver le pollen immature en milieu aseptique à l’abri des contaminations microbiennes dans des milieux nutritifs. Le pollen donne soit des cals embryogènes de couleur blanche jaunâtre, de forme globulaire et d’aspect s ec ; soit des cals non embryogènes de couleur blanche ou jaune, d’aspect lisse, et de petite taille (ZAPATA, 1998).
Les cals embryogènes transférés sur un milieu de régénération sont capables de régénérer des plantes haploïdes vertes ou albinos lorsa que les cals non embryogènes ne peuvent pas se différencier ni en plantes chlorophylliennes, ni en plantes albinos (CROUGHAN, 1995 ; ZAPATA, 1998).
La première production des plantes haploïdes par la culture d’anthères du riz était découverte par NIIZEKI et OONO en 1968.
Cette haplométhode est la plus utilisée dans la création de plantes haploïdes (ATANASSOV et al., 1995).

Gynogenèse artificielle

Elle consiste à la culture in vitro des ovaires ou des ovules contenant des sacs embryonnaires murs ayant subi des traitements de stérilisation dans des milieux nutritifs sur lesquels les cellules haploïdes se développent (DERMARLY, 1992). Après une semaine de culture, les cals peuvent apparaître et seront ensuite transférés sur un milieu de régénération dans le but de produire des plantes haploïdes d’or igine exclusivement maternelle. Le taux d’ovaires embryogènes est faible mais la gynogenèse présente un grand intérêt parce qu’elle peut donner non seulement des plantes vertes, mais aussi permet d’éviter généralement la formation intermédiaire des cals (ASSELIN DE BEAUVILLE, 1980).
La production des plantes haploïdes par la culture d’ovaire est publiée pour la première fois par SAN NOEUM en 1976.
La recherche pour la création de plantes haploïdes sans père a été étendue sur le blé, le maïs, le gerbera, la laitue, le tabac, l’orge, l e tournesol, le pastèque, la betterave sucrière et le pommier (DERMALY, 1992).

Hybridation interspécifique

Les plantes haploïdes peuvent être produites par l’application d’une méthode appelée » bulbosome » qui consiste à éliminer les chromosomes (KASHA et Kao, 1970). En effet, deux espèces différentes sont croisées et pendant le processus de croisement, la fécondation ne se fait pas et l’embryon immature avorté est pris et mis en culture in vitro durant laquelle les chromosomes de l’une de ces espèces portant des caractères indésirables sont éliminés. Ainsi, une plante haploïde portant des chromosomes semblables à l’espèce qui présente des caractères souhaités a été obtenue (MALUSZYNSKI et al, 1991 ; DEMARLY, 1992).

Application et intérêts des plantes haploïdes et doubles haploïdes

Application

Dans le programme d’amélioration largement utilisées (LYNCH et al., 1991).
En Camargue et en Guyane, les lignées doubles haploïdes sont utilisées par les sélectionneurs et elles constituent comme matérielsde base. Le programme de collaboration entre l’IRRI (International Rice Reserach Institute) et la Corée a permis de créer beaucoup des lignées doubles haploïdes y compris celles qui sont tolérantes au froid (ZAPATA – ARIAS, 1986).

Intérêts

Les plantes haploïdes présentent beaucoup d’avantages. Elles permettent de :
– Raccourcir le cycle d’obtention des lignées pures ou homozygotes. Par la méthode conventionnelle, l’obtention d’une homozygote de 98 à 99% demande au moins six autofécondations successives. Par contre, les plantes haploïdes après avoir doublé leurs stocks chromosomiques permettent d’obtenir immédiatement une parfaite homozygote ou lignée pure (AUGE et BOCCON-GIBOD, 1984 ; ZAPATA- ARIAS, 1991 ; SNAP, 1982).
– Augmenter la variabilité génétique de l’individu (MANDAL et al., 1995).
– Faciliter l’efficacité de sélection en permettant de coupler les caractères souhaitables des parents tels que le rendement accru, la résistance aux maladies et la tolérance en sel ou au froid (ZAPATA- ARIAS, 1991).
– Permettre l’expression précoce des gènes récessifs(MANDAL et al.,1995).
– Permettre d’obtenir une population efficace et stable pour l’étude de la carte moléculaire des plantes haploïdes issues de croisement intra et interspécifique (XU et al.,1994).

MATERIELS ET METHODES

Matériels végétaux

En 2000, des cultures in vitro d’anthères de la variété IR 58614 ont été réaliséepar l’équipe de l’Unité de Biotechnologie et Amélioration des Plantes (UBAP) à l’Université d’ Antananarivo pour la production des plantes haploïdes. Ces dernières sont acclimatées en serre pour l’obtention des lignées doubles haploïdes de première génération (F1). Les graines (F1) obtenues sont ensuite testées au champ pour la sélection des lignées HD plus productives. Enfin, les graines (F2) des lignées HDsélectionnées sont multipliées.
Lors de la présente expérimentation, les graines dela troisième génération (M3) de deux lignées doubles haploïdes: HDP6, HDP10 et celles de la variété témoin IR 58614 ont été utilisées.
Cette variété présente les caractéristiques suivantes:
– Variété introduite, originaire des Philippines (IRRI) et fournie par le FOFIFA.
– Productive.
– Tolérante à la submersion.
– Résistante à la pyriculariose.
Les autres caractéristiques de cette variété sontrésentéesp dans l’annexe I.
Ces matériels végétaux appartiennent aux :
Règne : VEGETAL
Embranchement : SPERMAPHYTES
Sous-embranchement : ANGIOSPERMES
Classe : LILIOPSIDAE
Sous-classe : COMMELINIDAE
Ordre : CYPERALES
Famille : POACEAE
Sous famille : POOIDEAE
Tribu : ORYZEAE
Genre : Oryza
espèce : sativa L.
sous-espèce : indica

Méthodes

Germination

La germination est le passage de la vie ralentie des semences à la vie active pendant laquelle la coléoptile et/ou radicule émergent dela graine (Macline, 1997).
Elle a été effectuée à l’UBAP (Université d’Antananarivo) le 30 octobre 2006.
– 300 graines pleines et intactes sélectionnées dechaque lignée HD (HDP6 et HDP10) et de la variété IR 58614 ont été diviséesn troise lots de 100 graines. Un lot constitue une répétition.
– Les graines ont été mises dans des boites de Pétri. L’ensemble a été ensuite placé dans l’étuve à 52°C pendant trois jours à l’obscur ité pour lever la dormance des graines. Puis, la température a été ramenée à 28°C et les grainesont arrosées avec de l’eau de robinet pour assurer la germination.

Expérimentation au champ

Site d’expérimentation

L’expérience a été réalisée sur un terrain d’expérimentation de la Faculté des Sciences à l’Université d’Antananarivo Ankatso, au sud de l’Ecole Supérieure des Sciences Agronomiques (E.S.S.A), dans un bassin versant en pente de 8% exposée vers Ouest-Est à 1300 m d’altitude, de latitude 18°54 S et de longi tude 47° 32 E.
La superficie rizicultivée est de 48 m.

Préparation du champ de rizière

La préparation du champ de rizière comporte deux phases :
– Le sol a été labouré à la bêche un mois avant lepiquager.
– L’hersage : le champ est irrigué pendant deux jours. Puis, les blocs de terre sont rendus en boue grâce à l’utilisation de l’«angady » et au pié tinage. La boue a été ensuite aplatie afin de bien niveler la rizière.
Les mauvaises herbes non putréfiées après le labour ont été enlevées.

Fertilisation

Le fertilisant biologique appelé «Taroka P» de l’ordre de 45 kg /ha soit 45.10- 4kg/m2 est éparpillé dans la rizière juste avant le repiquage pour restaurer les éléments nutritifs du l sol.
La composition du « taroka P» est présentée dans l’annexe II.
Après la fertilisation de la rizière, cette dernière est divisée en trois blocs dont chacun est ensuite subdivisé en 3 lots dans lesquel les jeunes plants de chaque lignée HD et ceux de la variété témoin ont été repiqués (Fig 3).

Repiquage

Les jeunes plants sains et vigoureux, âgés de 14 jours ont été repiqués au champ d’expérimentation le 14 novembre 2006. Dans chaque lot de 3 blocs, 56 jeunes plants d’une seule lignée ont été repiqués un à un en ligne.
La distance entre deux plantules sur la même ignel est de 25 cm. Les lignes sont espacées de 25 cm. En effet, les jeunes plants peuvent mieux s’adapter dans les milieux de transplantation par rapport aux vieux plants et ont la potentialité de produire un grand nombre de talles. Le repiquage de jeunes plants un à un a été fait pour éviter la compétition entre les racines des plants. L’espace large entre les plants diminue la concurrence alimentaire entre les plants du riz, et favorise le captage de l’énergie solaire nécessaire à la photosynthèse, améliorant ainsi la production potentielle de riz . Il facilite également le sarclage dans les deux sens.
L’installation des parcelles de culture de lignée HD et de la variété témoin a été faite au hasard (Fig 3).

Entretiens culturaux

Réglage du niveau d’eau

Après le repiquage, la rizière est d’abord laisséeassécher jusqu’à l’apparition de crevasses (petites fentes) de 1cm de profondeur. Ce qui permet de faire entrer une quantité suffisante d’oxygène dans le sol et de l’envoyer directement aux racines. L’oxygène est utile pour la nutrition azotée, le métabolisme et la respiration. Puis, la rizière est irriguée avec un niveau d’eau de 1cm. Cela suffit en principe pour maintenir l’humidité du sol évitant ainsi de troubler la croissance du riz par des fortes variations du milieu édaphique. Ensuite, le canal d’irrigation est fermé jusqu’à l’apparition de nouv elles crevasses. Ce réglage d’eau est répété jusqu’à la production de 3 talles. Pendant la phase de multiplication intensive des talles et du développement rapides des feuilles, la phase de montaison et la phase de floraison, les plants de riz ont été en submersion avec une couche d’eaude 4cm de hauteur pour aider à la formation des graines. Enfin, quand les épis ont commencé à se recourber ou 15 jours avant la récolte, la rizière est complètement asséchée (drnaige).

Sarclages précoces et fréquents ème

Le sarclage a été fait manuellement. Il est effectué dès le 8 jour après le repiquage et tous les 8 jours pendant le premier mois de culture. Ce qui permet non seulement d’éviter la compétition nutritionnelle entre les plants de riz et les adventices mais aussi de rendre le sol meuble, de favoriser une bonne aération racinaire et un bon développement des talles.
Ainsi, l’arrachage de mauvaises herbes a eu une influence considérable sur la production réelle du riz.

Méthode de collecte des données

Il a été important de faire un échantillonnage d’une plantation afin d’étudier les différents paramètres comme la hauteur, le nombre de feuilles, le nombre de talles de plants de riz. Dix plantes dans 1m2 par lot par lignée et par bloc ont été prises auasardh. En tout 3 répétitions ont été effectuées. Cela correspond 0à 9plantes. Ces plantes qui ont été prises comme échantillons, ont été choisies à l’intérieurde chaque lot dans le but d’éviter l’effet de bordure.

Méthode de suivi et de mesure

Le suivi de la croissance des plantes et les mesures des paramètres biologiques de riz ont été faits par semaine jusqu’à la montaison. Lamesure a été arrêtée pendant la phase de floraison pour éviter la dissémination des grainsde pollens. Les caractères agronomiques à savoir les hauteurs maximales, le nombre de talles fertiles et stériles, le nombre de feuilles par plante et quelques caractères physiologiques tels que l’indice de maladie, la résistance de la plante vis-à-vis de la verse et le cycle végétatif ont été enregistrés avant la récolte.

Etude comparative de la croissance et du développement des lignées HD avec la variété témoin

De nombreux paramètres biologiques du riz dont le taux de germination, la hauteur des plantes, le nombre de feuilles, et le nombre de talles ont été exploités.

Taux de germination

C’est le rapport entre les graines germées et le nombre total de graines à germer, multiplié par cent. Il est généralement exprimé pourcent. Taux de germination (%) = Graines germées x 100 Nombre total de graines à germer.

Table des matières

Glossaire
Liste des annexes
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LE RIZ , LES PLANTES HAPLOIDES ET DOUBLES HAPLOIDES
I. Riz
II. Plantes haploïdes
II.1. Définition
II.2. Différentes techniques d’obtention des plantes haploïdes
II.2.1. Haploïdes spontanés
II.2.2. Production des haploïdes par voie artificielle
II.2.2.1. Androgenèse artificielle
II.2.2.2. Gynogenèse artificielle
II.2.3. Hybridation interspécifique
II.3. Application et intérêts des plantes haploïdes et doubles haploïdes
II.3.1. Application
II.3.2. Intérêts
DEUXIEME PARTIE : MATERIELS ET METHODES
I. Matériels végétaux
II. Méthodes
II.1. Germination
II.2. Expérimentation au champ
II.2.1. Site d’expérimentation
II.2.2. Préparation du champ de rizière
II.2.3. Fertilisation
II.2.4. Repiquage
II.2.5. Entretiens culturaux
II.2.5.1. Réglage du niveau d’eau
II.2.5.2. Sarclages précoces et fréquents
II.3. Méthode de collecte des données.
II.4. Méthode de suivi et de mesure
II.5. Etude comparative de la croissance et du développement des lignées HD avec la variété témoin
II.5.1. Taux de germination
II.5.2. Evaluation de la hauteur des plantes
II.5.3. Feuillage
II.5.4. Tallage
II.6. Autres caractères agronomiques considérés au cours de la phase de maturation et après la récolte
II.7. Nombre de graines fertiles et stériles par plante
II.8. Méthode de quantification de rendement en paddy
II.9. Analyses statistiques
TROISIEME PARTIE : RESULTATS ET INTERPRETATIONS
I. Taux de germination
II. Comparaison de la croissance et du développement des lignées HD avec la variété témoin
III. Caractères agronomiques considérés pendant la récolte
III.1. Caractéristiques morphologiques des plantes
III.2. Caractéristiques des feuilles
III.3. Caractéristiques des graines
III.4. Caractéristiques des panicules
III.5. Caractères physiologiques des plantes
IV. Graines fertiles et stériles
V. Rendement en paddy
DISCUSSIONS
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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