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Épidémiologie et histo-pathologie
Le carcinome broncho-pulmonaire est le cancer le plus fréquent à travers le monde. Il représente un enjeu majeur de santé publique à l’échelle mondiale avec environ 2 millions de nouveaux cas diagnostiqués par an et environ 1,7 millions de décès par an (1). En France, il s’agit en matière d’incidence du deuxième cancer de l’homme et du troisième cancer de la femme, avec une survie faible, de l’ordre de 16% à 5 ans. Alors que chez l’homme le taux d’incidence stagne et le taux de mortalité chute, ces indicateurs augmentent chez la femme en raison d’une consommation tabagique en augmentation (11).
Si l’on s’intéresse aux différents types histologiques et à leur poids respectif, on constate chez l’homme que l’incidence des carcinomes épidermoïdes et les carcinomes neuroendocrines à petites cellules diminue alors que celle des adénocarcinomes augmente (11). Une des principales hypothèses qui pourraient expliquer ces variations d’incidence, et en particulier l’augmentation des adénocarcinomes, est le changement de structure (ajout d’un filtre) et de composition (produit plus riche en nitrosamines) des cigarettes industrielles : l’ajout de filtres aux cigarettes industrielles entraînerait une inhalation plus profonde des fumeurs afin de recevoir une dose satisfaisante de nicotine, provoquant alors une diffusion plus périphérique dans le poumon des particules carcinogènes comme les nitrosamines (12,13).
L’Organisation Mondiale de la Santé distingue schématiquement deux grandes catégories de carcinomes pulmonaires (2) : les carcinomes dit « à petites cellules », minoritaires (environ 15% des cas), développées à partir des cellules neuroendocrines pulmonaires, et les carcinomes « non à petites cellules », majoritaires (environ 85% des cas) et développés à partir des cellules épithéliales (Figure 1). Ces derniers se subdivisent en deux grandes catégories : les carcinomes épidermoïdes (20% des cas environ) et les carcinomes « non à petites cellules non épidermoïdes », largement représentés par les adénocarcinomes (40% des cas environ).
Prise en charge diagnostique du carcinome pulmonaire
Circonstance de découverte
Le diagnostic de carcinome pulmonaire nécessite une preuve histopathologique, parfois difficile à obtenir. Il est à noter que plus de 75% des cancers pulmonaires sont découverts à un stade localement avancé ou métastatique car la tumeur ne devient souvent symptomatique que tardivement, lorsqu’elle métastase (souvent au système nerveux central, au foie, aux os ou à la peau). Les symptômes respiratoires sont aspécifiques, à type de toux, d’hémoptysie ou de dyspnée. Il existe également des syndromes paranéoplasiques fréquemment associés à cette maladie, comme l’hippocratisme digital, l’hyponatrémie, un syndrome fébrile prolongé, ou encore une osthéoarthropathie hypertrophiante pneumique de Pierre-Marie, sans oublier une pseudomyasthénie ou une neuropathie périphérique. Dans bien des cas cependant, la découverte de la lésion est fortuite, sur une radiographie ou un scanner thoracique réalisé pour toute autre raison (15).
Obtention d’une preuve histologique de cancer
Le diagnostic histopathologique d’une lésion pulmonaire peut-être obtenu par différents moyens : la biopsie conventionnelle par voie endo-bronchique, la biopsie endo-bronchique distale par voie échoendoscopie bronchique, la biopsie trans-thoracique guidée par scanner, la chirurgie et les prélèvements cytopathologiques (épanchement pleural et ganglion lymphatique essentiellement). La fibroscopie bronchique conventionnelle permet la visualisation de l’arbre respiratoire jusqu’au niveau des bronches sous-segmentaires et la réalisation éventuelle de prélèvements biopsiques de la tumeur si celle-ci est visualisée. Il est possible de coupler cette procédure avec une exploration échographique (écho-endoscopie) des structures contiguës à l’arbre respiratoire, comme des adénopathies satellites, qui pourront alors être ponctionnées. La ponction-biopsie transpariétale nécessite quant à elle un guidage scanographique et trouve d’ordinaire toute son intérêt pour les lésions pulmonaires périphériques inaccessibles par voie endoscopiques. Enfin, la chirurgie est le recours souvent envisagé après échec des procédures diagnostiques moins invasives, surtout si la probabilité de malignité est forte.
Le diagnostic des CBPNPC doit privilégier les prélèvements histologiques (4,5). Les prélèvements cytologiques inclus en paraffine (cytobloc) permettent également la réalisation d’études immunohistochimiques et moléculaires. Depuis 2016, l’European Expert Group recommande au moins 5 biopsies pour le diagnostic et 5 biopsies supplémentaires pour phénotype et génotypage (3). En cas de biopsies trans-thoraciques sous scanner pour des lésions périphériques, il est nécessaire de réaliser 1 à 2 carottes, en gauge 18.
Technique
La fixation des prélèvements histologiques doit utiliser le formol (temps de fixation entre 6h et 48h) et éviter les sur-fixations ou les sous-fixations afin de préserver au maximum la morphologie tissulaire et les acides nucléiques.
Au moment de la réalisation des lames d’histologie, pour maximiser la disponibilité des tissus, deux stratégies peuvent être utilisées :
1 La première consiste à effectuer une section minimalement invasive pour un premier examen et un diagnostic préliminaire.
2 L’autre stratégie consiste à effectuer des rubans (couper plusieurs sections du prélèvement inclus en paraffine) et à les conserver jusqu’à ce qu’un diagnostic préliminaire ait été posé et qu’un test complémentaire soit demandé.
La découpe ne doit être effectuée que par les techniciens les plus expérimentés et la fréquence de recoupe des blocs doit être minimisée. Idéalement les sections pour tous les tests complémentaires devraient être coupées au cours de la même session.
Diagnostic sur biopsie
Sur les petits prélèvements, la morphologie évocatrice de différenciation malpighienne ou glandulaire n’est pas toujours présente sur la coloration classique Hémalun-Eosine-Safran (HES). Ainsi il est recommandé de réaliser une recherche des mucines par des colorations spéciales afin de mettre en évidence le caractère glandulaire de la tumeur et/ou une étude en immunohistochimie (IHC) avec les anticorps anti-TTF1 et P40. Le facteur de transcription thyroïdien-1 (TTF-1) est surexprimé dans 95% des adénocarcinomes pulmonaires primitifs alors qu’il est négatif pour presque tous les carcinomes épidermoïdes (16). Le P40 est un anticorps qui reconnaît l’isoforme ΔNp63-a du p63 suggéré comme hautement spécifique des cellules squameuses et basales et qui est positif dans 100% des carcinomes épidermoïdes (17). La cytokératine 7 a été utilisée comme marqueur d’adénocarcinome pulmonaire mais sa place est actuellement controversée et ne doit plus être systématique (2). Les marqueurs neuroendocrines ne doivent être demandés que s ‘il y a une morphologie neuroendocrine.
Afin de gagner du temps et de maximiser le matériel, il est recommandé au sein du laboratoire de prédéfinir des panels de tests, des algorithmes et des tests réflexes (Figure 7).
Le gène de l’EGFR et les inhibiteurs de tyrosine kinase
Le gène de l’EGFR est localisé sur le bras court du chromosome 7 (7p11.2) et code pour un récepteur transmembranaire à des facteurs de croissance appartenant à la famille des récepteurs à tyrosine kinases HER/erbB, incluant HER1 (EGFR/erB1), HER2 (erbB2), HER3 (erbB3) et HER4 (erbB4).
Les tyrosine kinases sont des enzymes qui jouent un rôle majeur dans la signalisation cellulaire en aval des facteurs de croissance. Elles assurent le transfert d’un groupement phosphate de l’adénosine triphosphate (ATP) vers une protéine effectrice impliquée dans de nombreux processus de régulation cellulaire.
Leur structure moléculaire est similaire : ils ont un domaine extracellulaire riche en cystéine, liant le ligand ; un domaine transmembranaire ; un domaine cytoplasmique à activité tyrosine kinase (TK) (dans tous les récepteurs sauf HER3) ; et un domaine de signalisation carboxy-terminal. La liaison des ligands conduit à l’homodimérisation ou l’hétérodimérisation (avec un autre récepteur de la famille) et à la transphosphorylation des résidus tyrosine de la queue carboxy, activant les voies de signalisation RAS-RAF- MEK-MAPK, la voie PI3K-PTEN-AKT et l’activateur de la transcription STAT. La signalisation en aval de l’EGFR entraîne une augmentation de la prolifération, de l’angiogenèse, de l’invasion et une diminution de l’apoptose (8) (Figure 8).
L’activité TK de l’EGFR peut être dérégulée par plusieurs mécanismes oncogéniques, notamment la mutation du gène de l’EGFR, l’augmentation du nombre de copies du gène et/ou la surexpression de la protéine EGFR (18). Dix à quinze pour cent des adénocarcinomes pulmonaires dans la population caucasienne (et plus de 70% dans la population asiatique) présentent une mutation du gène de l’EGFR située dans le domaine TK conduisant à une activation constante de l’EGFR indépendamment de la présence de son ligand (Figure 9). Le profil type des patients est : femme, peu ou non exposé au tabac, d’origine asiatique avec un adénocarcinome de forme lépidique (9).
Les mutations activatrices sont situées sur les exons 18, 19, 20 et 21 du gène de l’EGFR, soit dans l’exon encodant la poche de liaison à l’ATP et ses contours. Les plus fréquentes sont la délétion de l’exon 19 (45%) et la mutation faux-sens L858R (40%) de l’exon 2 (19). Les inhibiteurs de tyrosine kinase (ITK) se fixent de manière compétitive sur les sites de liaisons de l’ATP et bloquent ainsi l’activation des sites tyrosine kinase. Les ITK de l’EGFR de première génération, y compris le gefitinib et l’erlotinib, ont montré en première ligne chez les patients mutés EGFR un meilleur taux de réponse au traitement et une meilleure survie sans progression comparée aux patients non mutés EGFR (8). Les ITK de l’EGFR de première génération sont des inhibiteurs d’ATP compétitifs réversibles qui ciblent uniquement l’EGFR, tandis que les ITK de deuxième génération incluant l’afatinib et le dacomitinib sont des inhibiteurs irréversibles qui ciblent également HER2 et HER4. Malgré l’efficacité des TKI de l’EGFR, inéluctablement, les patients atteints de CBPNPC avec mutation de l’EGFR développeront une résistance à ce traitement. La cause la plus courante de résistance acquise aux ITK de première génération est l’apparition d’une seconde mutation dans l’exon 20 de l’EGFR, la T790M. Cette mutation affecte l’efficacité initiale de l’ITK soit par encombrement stérique, soit par augmentation de l’affinité du domaine tyrosine kinase pour l’ATP. Les autres causes de résistances aux ITK de l’EGFR sont l’amplification de ERBB2, les mutations MET, BRAF, PIK3CA ou la transformation du CPNPC initial en cancer à petites cellules.
L’ITK de l’EGFR de troisième génération est un inhibiteur actif sur les mutations T790M, en épargnant l’EGFR sauvage. Ce médicament se lie de manière covalente à la cystéine sur le codon 797, surmontant ainsi l’affinité améliorée à l’ATP de la mutation T790M (8). L’osimertinib, ITK de 3ème génération est devenu le traitement de référence des CBPNPC métastatiques EGFR muté, en 1ère ligne, ou en 2ème ligne et plus en cas de mise en évidence d’une mutation T790M (20). Malheureusement, malgré une bonne réponse initiale, les patients traités avec l’ITK de 3ème génération développent une résistance acquise et la plus courante est liée à la mutation C797S de l’EGFR. Quand cette mutation est localisée sur le même allèle que la mutation T790M (c’est-à-dire en CIS), la tumeur devient résistante à tous les ITK de l’EGFR (21).
Traitement des patients atteints d’un CBPNPC à un stade avancé
Ces patients relèvent exclusivement d’un traitement systémique dont le choix de la thérapeutique de première ligne dépendra de la présence ou de l’absence d’une altération moléculaire ciblable (mutation EGFR, fusion ALK et ROS1) dans les cas de CBPNPC non épidermoïdes et carcinomes épidermoïdes des non-fumeurs.
Les patients présentant une altération moléculaire pourront recevoir en première ligne de traitement une thérapie ciblée par voie orale d’inhibiteur de tyrosine kinase (ITK) de l’EGFR (gefitinib, erlotinib, afatinib et osimertinib, Tableau 1) ou d’ALK/ROS1(crizotinib).
En cas de progression sous ITK, il conviendra de rechercher le mécanisme de résistance sur ADN tumoral circulant ou sur biopsie tissulaire.
La stratégie thérapeutique sera orientée soit vers la réalisation d’une chimiothérapie, soit vers un ITK de nouvelle génération en fonction de l’analyse moléculaire.
Matériels et méthodes
Mise en place de l’étude ID-MUT : comparaison de méthode de rendu de résultats du statut mutationnel de l’EGFR par NGS et technique Idylla™ au sein des services d’Anatomie et Cytologie Pathologique (ACP) et de pneumologie et oncologie thoracique du CHU de Caen
Au CHU de Caen, la mise en place et le financement de la comparaison de méthode de rendu de résultats du statut mutationnel de l’EGFR par NGS et technique Idylla™ s’inscrivent dans le cadre de l’étude ID-MUT (Investigateur principal : G Levallet, investigateurs associés : F Bibeau et E Bergot), étude financée par le laboratoire AstraZeneca et la cellule de promotion de l’innovation du CHU de Caen. L’étude a commencé en janvier 2019. L’objectif principal était d’évaluer la concordance des résultats entre les deux techniques, l’objectif secondaire est de comparer le délai de réponse du diagnostic de mutations du gène de l’EGFR entre les deux techniques.
Notre étude était initialement à destination des patients suivis au CHU de Caen. A la demande des cliniciens, elle a été secondairement élargie aux patients suivis au centre de lutte contre le cancer – François Baclesse situé à Caen. Nous avons mis en place un circuit, par lequel nous recevons une demande du pathologiste du centre François Baclesse, avec le diagnostic anatomo-pathologique, le pourcentage de cellules tumorales et les copeaux réalisés par leur soin.
Patients
Cette étude a enrôlé des patients atteints de CBPNPC suivis au CHU de Caen et au Centre François Baclesse de manière prospective du 1er janvier 2019 au 31 août 2020.
Les critères d’inclusion étaient les suivants : patient âgé de plus de 18 ans, primo-diagnostiqué d’un cancer broncho-pulmonaire non à petites cellules (CBPNPC) non épidermoïde ou épidermoïde à la demande du clinicien, affilié à un régime de sécurité sociale, suivi au CHU de Caen ou au Centre François Baclesse.
Les critères de non inclusions étaient : prélèvement tumoral insuffisant pour assurer une étude concomitante NGS et Idylla™ et/ou contenant moins de 10% de cellules tumorales.
Au total 201 patients ont été inclus (Figure 11), 63 patients suivis au CHU de Caen et 138 suivis au Centre François Baclesse.
Les informations cliniques et les délais ont été recueillis à partir du dossier médical de chaque patient par deux internes, Constante PETITEAU, interne spécialisée en pneumologie et moi-même, interne spécialisée en anatomie et cytologie-pathologique.
Ce projet de recherche a été soumis à la Commission National de l’Informatique et des Libertés (CNIL) (dossier de déclaration : 2204611 v 0) et validé par le comité éthique local. Enfin, cette collection a fait l’objet d’une déclaration auprès du ministère de la Recherche (délibération du 10 avril 2010 du Comité de Protection des Personnes Nord-Ouest III : DC-2008-588).
Prescription de la recherche des mutations de l’EGFR
Au diagnostic d’un CBPNPC non épidermoïde sur biopsie ou cytologie, les pathologistes du CHU de Caen et du Centre François-Baclesse (CFB) prescrivent systématiquement l’immunohistochimie ROS1, ALK et PD-L1 et la recherche de mutation du gène de l’EGFR par NGS. La recherche de mutation du gène de l’EGFR par technique Idylla™ est prescrite par le pathologiste si le pourcentage de cellules tumorales est supérieur à 10%.
La recherche de mutation « driver » est prescrite par le clinicien pour certains CBPNPC épidermoïde selon des critères cliniques, notamment chez les non-fumeurs (ou petits fumeurs (<5 PA), ou sevrés depuis plus de 20 ans).
Nature des prélèvements tumoraux analysés
Le diagnostic pathologique et l’analyse moléculaire des CBPNPC non opérables sont réalisés à partir de la lésion primitive ou d’une localisation secondaire. Les prélèvements sont de petite taille, de type biopsique ou cytoponction. Les techniciennes de chaque laboratoire (CHU, CFB) réalisent les lames pour l’immunohistochimie et des copeaux pour la technique NGS et la technique Idylla™ en préservant le bloc au maximum.
Pré-analytique du service d’Anatomie et Cytologie Pathologie du CHU de Caen (Tableau 2).
Les prélèvements parviennent au laboratoire dans le formol tamponné à 4%.
Les prélèvements de type “biopsie bronchique” sont déposés manuellement dans une cassette et les prélèvements de type “cytoponction ganglionnaire” sont aspirés à l’aide d’une pipette pasteur puis filtrés directement dans une cassette “filtre” avec maillage en nylon. Ensuite les prélèvements sont inclus en paraffine.
Les prélèvements de type liquide pleural arrivent à l’état frais au laboratoire. Ils sont centrifugés, puis à partir du culot une lame colorée au MGG (May-Grünwald Giemsa) est réalisée par étalement. Le culot cellulaire restant est fixé en formol tamponné à 4% et est ensuite déposé en gélose 3% avant d’être mis en cassette “filtre” avec maillage nylon.
Les prélèvements osseux après fixation au formol tamponnée à 4% sont décalcifiés par une solution à base d’EDTA (Éthylènediaminetétraacétique) commercialisée par Diapath (Référence : D0053).
Au CHU la préservation du bloc est favorisée par une section minimale invasive, par le réglage manuel du microtome pour chaque bloc et par la confection de lames blanches à la demande du pathologiste.
Pré-analytique du service d’Anatomie et Cytologie Pathologie du Centre François-Baclesse (Tableau 2).
Les prélèvements de type “biopsies” arrivent fixés dans du formol tamponné à 4% au laboratoire, puis sont mis en cassette manuellement avant d’être inclus en paraffine.
Les prélèvements de type “cytoponction” parviennent au laboratoire dans un liquide fixateur (CytoRich™). Après centrifugation, la technicienne réalise 1 à 2 lames de Cytospin™.
Après une nouvelle centrifugation, le culot cellulaire obtenu est fixé en formol tamponné à 4% et est ensuite déposé en gélose 3% avant d’être mis en cassette “filtre” avec maillage nylon.
Les prélèvements osseux après fixation au formol tamponnée à 4% sont décalcifiés par une solution à base d’EDTA à pH neutre Osteosoft™commercialisée par Merck.
Au centre François Baclesse, la préservation du bloc est favorisée par la conservation de rubans réalisés au moment de la première lame colorée à l’HES (Hémalun, Eosine, Safran) (Figure 12).
Technique IDYLLA™ mutation – EGFR
Principe de la technique Idylla™
Depuis 2017, la société Biocartis commercialise un kit aux normes CIVD de détection des mutations de l’EGFR fonctionnant sur un automate nommé Idylla™, couplant l’extraction d’ADN à la recherche de mutation. Cet automate réalise cette analyse en 129 minutes. Les cartouches du test EGFR sont prêtes à l’emploi et contiennent les réactifs nécessaires pour effectuer la préparation des échantillons, la détection et l’amplification PCR multiplex en temps réel, à partir de coupes de tissus fixés au formol et inclus en paraffine (FFPE).
Le logiciel Idylla™™ EGFR (TTP EGFR) analyse automatiquement les données de PCR obtenues.
L’Idylla™™ EGFR Mutation Test détecte trois mutations ponctuelles différentes : p.G719S (c. G2155A), p.G719C (c. G2155T), p.G719A (c.G2156C) dans l’exon 18 ; six familles différentes de délétions allant de 9 à 24 pb dans l’exon 19 ; cinq insertions différentes (p.InsASV9, p.InsASV11, p.InsSVD, p.InsG, p.InsH) et deux mutations ponctuelles p.S768I (c.G2303T) et p.T790M (c.C2369T) dans l’exon 20 et les mutations p.L858R (c.T2573G) et p.L861Q (c.T2582A) dans l’exon 21 soit plus de 97% des mutations connues de l’EGFR (23). (Liste des mutations détaillées en annexe 2.)
Description de la console Idylla™
L’appareil Idylla™ est constitué d’un écran tactile, appelé Console, relié à un ou plusieurs Instruments (Figure 13). La console pilote les différents instruments. Un instrument permet d’analyser une cartouche Idylla™ à la fois.
Description de la cartouche Idylla™
Chaque cartouche EGFR à usage unique est emballée individuellement et est identifiée par un code barre qui une fois scanné, assure la vérification de sa date de validité, l’identification du prélèvement et qui permet de programmer automatiquement l’instrument. Une fois que les copeaux FFPE sont introduits dans la cartouche, cette dernière est insérée dans l’instrument. Toutes les étapes techniques, de l’extraction à la révélation, se passent au sein de la cartouche. Il n’y a ainsi aucun risque de contamination de l’instrument par les amplicons obtenus.
Chambre de lyse et d’extraction :
Les copeaux FFPE sont déposés sur une membrane souple transparente qui se situe au fond de la chambre de lyse et d’extraction (Figure 14.1). La combinaison de réactifs chimiques, d’enzymes, de chaleur et d’ultrasons focalisés de haute intensité (UFHI) induit rapidement le déparaffinage, la désintégration du tissu et la lyse cellulaire afin de libérer l’ADN.
Purification de l’ADN extrait :
La surface de la cartouche est dotée de deux puits de connexion, un des puits distribue le produit d’extraction dans différents circuits pour la purification. Une fois la purification réalisée, l’ADN est acheminé dans un puit comportant le mélange réactionnel d’amplification.
PCR multiplex :
Le mélange réactionnel est acheminé par un capillaire et est distribué dans les cinq puits où se déroulent les PCR multiplex (Figure 14.2). La technique Idylla™ utilise le système PlexPrimer/PlexZyme de la société SpeedX (Figure 15).
Le système PlexPrimer augmente la spécificité de la détection d’un variant en insérant au sein de l’amplicon, en amont de la mutation, une séquence unique d’une dizaine de nucléotide. Cet amplicon est ciblé par le système PlexZymes, doté d’une sonde unique qui reconnaît la séquence insérée avec le variant et d’une seconde sonde reconnaissant la suite de l’amplicon. Les deux sondes acquièrent en s’unissant une activité catalytique et sont reconnues par une troisième sonde, dite “universelle”, couplée à un fluorochrome et à un désactivateur (quencher). Une fois la sonde clivée par l’activité catalytique, le fluorochrome est éloigné du désactivateur, et le système Idylla™ détecte la fluorescence émise. Dans chacun des puits, le système Idylla™ peut détecter 5 sondes universelles différentes. Les sondes PlexPrimer/PlexZyme permettent au système Idylla™ de détecter spécifiquement 51 mutations avec seulement 5 chambres d’amplification et 5 couleurs détectées.
Pour placer les 5 puits sous les cellules de mesure de fluorescence de l’instrument Idylla™, le second puits de connexion présent à la surface de la cartouche (Figure 14.2), assure la rotation du bras.
Validation du test EGFR Idylla™ par le logiciel
Le logiciel Idylla™ EGFR (TTP EGFR) analyse automatiquement les signaux fluorescents obtenus et calcule une valeur de cycle de quantification (Cq) pour chaque courbe d’amplification. Dans chacun des cinq puits d’amplification, une PCR de contrôle ciblant un fragment préservé de la zone transmembranaire du gène EGFR permet (i) un contrôle de la technique, (ii) permet de mesurer la quantité d’ADN amplifiable dans l’échantillon et (iii) l’analyse des mutations de l’échantillon. La moyenne des cinq Cq des PCR de contrôle est calculée et correspond au CQ du contrôle EGFR donné dans le rapport de la console Idylla™.
La société Biocartis préconise un CQ du contrôle EGFR proche de 22 pour considérer que l’échantillon et la technique soient valides.
La présence d’un génotype mutant est déterminée en calculant la différence entre la valeur Cq de l’EGFR et la valeur Cq obtenue pour les signaux mutants. Cette différence est appelée ΔCq.
Le système Idylla™ valide les mutations détectées à l’aide du ΔCq. Au-delà d’un seuil de ΔCq fixé par Biocartis et non communiqué, l’amplification est jugée non spécifique et non valide. Biocartis recommande d’avoir un Cq de l’EGFR inférieur ou proche de 22 pour considérer la technique valide.
A l’écran de la console, les résultats sont rendus sous forme de tableau (Figure 16), listant les génotypes avec le résultat de la présence ou non d’une mutation et le CQ du contrôle EGFR.
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Table des matières
I- Introduction
A- Avant-Propos
B- Épidémiologie et histo-pathologie
C- Prise en charge diagnostique du carcinome pulmonaire
D- Le gène de l’EGFR et les inhibiteurs de tyrosine kinase
E- Traitement des patients atteints d’un CBPNPC à un stade avancé
II- Matériels et méthodes
A- Mise en place de l’étude ID-MUT : comparaison de méthode de rendu de résultats du statutmutationnel de l’EGFR par NGS et technique Idylla™ au sein des services d’Anatomie et Cytologie Pathologique (ACP) et de pneumologie et oncologie thoracique du CHU de Caen
B- Patients
C- Prescription de la recherche des mutations de l’EGFR
D- Nature des prélèvements tumoraux analysés
E- Technique IDYLLA™ mutation – EGFR
F- Technique NGS
G- Estimation du coût
H- Analyses statistiques
III- Résultats
A- Caractéristiques de la population des patients de l’étude ID-MUT :
B- Concordance entre les résultats du statut mutationnel de l’EGFR déterminés par technique de l’Idylla et la méthode de référence (NGS)
C- Délai d’analyse Idylla™ versus NGS
D- Bénéfice pour le patient
E- Consommation des prélèvements tumoraux inclus en paraffine pour le duo d’analyses du statut mutationnel de l’EGFR par IdyllaTM et NGS
F- Délai d’analyse de l’expression de PD-L1 et de la recherche de fusion ALK et ROS1
IV- Discussion
V- Conclusion
Perspectives
Bibliographie
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