CARACTERISATION PHYSICO-CHIMIQUE ET BIOLOGIQUE DE LA CHITINE

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EXTRACTION DE LA CHITINE ET PRODUCTION DU CHITOSANE

Extraction de la chitine

La production de chitine repose sur l’élimination du carbonate de calcium et des protéines. De nombreuses méthodes ont été développées afin de préparer la chitine à partir des déchets de carapaces de crabe par :
 L’extraction chimique
 L’extraction biologique

Extraction chimique

L’extraction chimique consiste en un traitement acide pour la déminéralisation (DM) et un traitement alcalin pour la déprotéinisation (DP). Les autres composés minoritaires sont supposés être entrainés au cours de ces deux réactions. La déminéralisation précède généralement la déprotéinisation car l’inverse aurait un impact sur la DP et le DA du polymère (Nadir, 2013). Entre chaque étape, le produit est rincé abondamment à l’eau déminéralisée.

Déminéralisation

Le traitement acide élimine les minéraux, qui passent en solution sous forme de sels. Pour des raisons économiques, l’acide chlorhydrique (HCl) est privilégié.
La concentration minimale, pour mener cette étape, est déterminée par l’équation chimique [1] de la réaction entre l’élément minéral majoritaire, le carbonate de calcium CaCO3 et l’acide chlorhydrique HCl. En principe, la déminéralisation est complète dès lors où les proportions sont stœchiométriques, mais dans les faits, les entreprises utilisent des solutions en excès 2HCl (aq) + CaCO3 (s) → CaCl2 (aq) + H2O (l) + CO2 (gaz) [1]

Déprotéinisation

Lors de la description de la structure des cuticules, la forte interaction entre les protéines et la chitine a été décrite. Ceci implique des conditions drastiques pour les séparer.
Un traitement basique permet d’éliminer les protéines par solubilisation. Les réactifs employés pour cette étape sont des bases fortes comme l’hydroxyde de potassium (KOH). Le plus courant, pour des raisons d’économie et technique, est l’hydroxyde de sodium (NaOH) (Leila, 2010).

Extraction biologique

Voie enzymatique

La méthode douce dite biologique, mise en évidence pour remplacer la méthode chimique est basée sur l’utilisation des bactéries lactiques et/ou des enzymes protéolytiques qui dégradent les protéines en peptides solubles dans la solution aqueuse (Krajewska, 2005). L’utilisation des bactéries lactiques dans l’extraction de la chitine présente un double avantage, car en plus de la présence d’enzymes protéolytiques (Nadir, 2013), qui favorisent la déprotéinisation de la carapace, ces bactéries produisent l’acide lactique en dégradant la source de carbone additionnée dans le milieu de fermentation. L’acide produit provoque un abaissement de pH du milieu réactionnel conduisant ainsi à la solubilisation des minéraux principalement les carbonates de calcium et par conséquent il provoque la déminéralisation de la carapace. Le carbonate de calcium, libéré de la carapace, réagit avec l’acide lactique produit et forme le lactate de calcium soluble dans le milieu. La réaction est décrite par l’équation [2] suivante (Krajewska, 2005):2C3H6O3 + CaCO3 (s) → Ca(C3H5O3)2 (aq) + H2O (l) + CO2 (g) [2]

Voie fermentaire

La production de protéases exocellulaires par certains microorganismes, combinée à la production d’espèces ioniques acides (comme l’acide lactique), équivaut aux conditions d’extraction de la chitine (Le Roux, 2012). Traditionnellement, la fermentation se déroule dans un réacteur où les conditions de température, pH, pression et agitation sont suivies (Le Roux, 2012). A l’issue de la fermentation, une filtration sépare deux fractions. La fraction solide est composée en majorité de chitine et la fraction liquide contient les autres constituants solubilisés. L’un des intérêts du procédé biologique résulte du potentiel de valorisation de cette dernière fraction.
Au cours de la fermentation, une protéolyse s’opère et libère des peptides et des acides aminés dont la digestibilité est améliorée par rapport aux protéines initiales (Bueno-Solano et al., 2012).

Préparation du chitosane

Le chitosane est une substance très peu répandue dans la nature (http://www.bibliomer.com/ documents fiches/chitine et chitosane). Il est rare et n’est présent que dans les parois cellulaires d’une classe particulière de champignons, les zygomycètes (Rhizopus, Mucor…) de bactéries et de levures et chez certains insectes comme dans la paroi abdominale des reines termites, Il n’y a donc pas de source primaire du chitosane exploitable. La source majeure du chitosane vendu commercialement provient de la désacétylation de la chitine obtenue à partir de crustacés. La production du chitosane provient, en effet, des crevettes et des crabes qui représentent les deux sources naturelles les plus abondantes. Ce sont donc des produits d’origine animale. Néanmoins, des nouvelles voies alternatives sont apparues par exemple, la production du chitosane à partir du champignon de Mucorrouxi (Aljawish, 2013).
La chitine peut être convertie en chitosane par :
 voie chimique : une désacétylation alcaline homogène ou hétérogène (la plupart de ces méthodes utilisent NaOH ou [NH2– NH2]).
 voie enzymatique: avec la chitine désacétylase qui catalyse l’hydrolyse des liaisons N–acétamide de la chitine (Ahmed, 2013).

CARACTERISATION PHYSICO-CHIMIQUE ET BIOLOGIQUE DE LA CHITINE

Caractérisation physico-chimique de la chitine

Structure cristalline et l’indice de cristallinité

A l’état naturel, la chitine présente une structure fibreuse rigide. Cette propriété induit une insolubilité dans la plupart des solvants.
Ce polymère existe sous trois formes polymorphiques selon la source : la chitine α, la chitine β et la chitine ϒ, qui diffèrent quant à l’arrangement des chaînes dans les régions cristallines, et qui impliquent différents réseaux d’hydrogène (Desbrières, 2002).
Les différents arrangements des chaînes de la chitine sont possibles. Ces chaînes, sous formes d’hélice, sont toutes dirigées suivant le même axe et donnant lieu à trois allomorphe distincts :
 la chitine α : les chaînes sont disposées de façons antiparallèles, ce qui donne à naissance à de nombreux pont hydrogène, ce qui explique la rigidité et la faible réactivité de la chitine α. L’analyse de spectroscopie de diffraction de rayon X de la chitine α met en évidence une structure cristalline de type orthorhombique
 la chitine β : les chaînes sont parallèles entre elles. Les ponts hydrogène sont inexistants, ce qui confère à la chitine β des propriétés solubilités et de caractère hydrophile avec l’eau. La chitine β est cristallisée dans une maille monoclinique
 la chitine ϒ : on suppose qu’une alternance de deux chaînes parallèles pour une antiparallèle la caractérisé (Keddou, 2008).
Chitine α Chitine β Chitine ϒ

Degré de polymérisation

Les macromolécules de chitine possèdent un poids moléculaire important, généralement supérieur à 106Da (1 à 2,5×106 Da selon Pacheco (2009), soit plus de 3 000 à 5 000 unités répétitives, en fonction de la proportion de N -acétyl- β- D-glucosamines, monosaccharide constitutif de la chitine pure. Cependant il demeure élevé, de l’ordre de 105 à 5×103 Da. Les exemples cités par la littérature varient. Fischer et al., (2000) situent chitine au-delà de 106 Da (Krajewska, 2005).

Poids molaire et Viscosité

Le poids moléculaire de la chitine est également un facteur important pour sa caractérisation. Le viscosimètre est une technique rapide pour la détermination du poids moléculaire de la chitine (Desbrières, 2002). Les constantes α et K dans l’équation de Mark-Houwink ont été déterminés dans une solution contenant 0,1 M d’acide acétique et 0,2 M de chlorure de sodium (Desbrières, 2002). La viscosité intrinsèque peut être exprimée de la manière suivant :  [3]   Km
[η] : Viscosité
K : Constante de l’eqaution de Mark-Houwink (détérminée dans 0,1 M d’acide acétique et 0,2 M de chlorure de sodium)
m : Poids moléculaire
α : Constante de l’eqaution de Mark-Houwink (détérminée dans 0,1 M d’acide acétique et 0,2 M de chlorure de sodium)

Solubilité

La chitine est insoluble dans les solvants usuellement utilisés pour la cellulose (solutions aqueuses d’hydroxyde de cuprammonium et de cupriéthylènediamine) (Leila, 2010). Cette faible affinité pour les solvants est due aux fortes liaisons hydrogènes intermoléculaires (Kurita, 2001). Généralement, la chitine (α- chitine) est soluble dans quelques solvants comme N, N diméthylacétamide qui contient 5 – 10% de Chlorure de lithium (LiCl) et quelques solvants fluorés comme hexafluoroacétone et hexafluoro – 2 – propanol. Elle est également soluble dans l’acide chlorhydrique, l’acide sulfurique, l’acide acétique et l’acide phosphorique à 78 – 97% (Yang et al., 2004). Cependant, la solubilité dépend de la source de chitine (Jerome et al., 2004)

Degré d’acétylation et la répartition des groupes acétyles

Le degré d’acétylation (DA) est un paramètre fondamental qui influence les propriétés des biopolymères chitineux. La détermination de DA est essentielle pour étudier la structure chimique, les propriétés des copolymères et la relation structure chimique – propriétés (Krajewska, 2005). Il est défini comme étant le nombre d’unités de glucopyranose de la chaîne de biopolymère ayant un groupement N – acétyle (Khor, 2001).
Les groupements amines au niveau de C-2 sont parfaitement acétylés. Généralement, 5 à 15% de désacétylation est provoqué par le traitement alcalin lors du processus d’extraction de la chitine. On parlera de chitine lorsque le degré d’acétylation est supérieur à 70% (Krajewska, 2005).

Caractérisation biologique de la chitine

Biocompatibilité

La chitine n’a aucun caractère antigénique et de ce fait elle est parfaitement compatible avec les tissus vivants. Son caractère antithrombogène et hémostatique confirme sa possibilité d’emploi dans tous les domaines de la biologie (Bal et al., 2006).

Biodégradabilité

La chitine est biodégradable, elle est hydrolysée par une série d’enzymes telles les chitinases, le lysozyme et les glucanases (Krajewska, 2005). Les chitinases scindent la chitine en de nombreux points pour former principalement le chitobiose (disaccharide) et le chitotriose.
Une autre enzyme la chitobiase hydrolyse le chitobiose et le chitotriose en monomères qui peuvent être rapidement biodégradés (Desbrières, 2002).

Dérivés et structure cristalline du chitosane

Dérivés du chitosane

Le chitosane possède des propriétés chimiques et biologiques singulières attribuées à la présence des groupes amines et hydroxyles. Ces groupes permettent des modifications chimiques du chitosane qui incluent : l’acylation, l’alkylation, la formation de base de Schiff, l’alkylation réductrice, la carboxyméthylation, la carboxyalkylation (Keddou, 2008).

Structure cristalline

Le chitosane se cristallise dans le système orthorhombique. Samuel propose pour le chitosane deux types de cristallinité différents. Le type I du chitosane correspond à un faible degré de désacétylation (60%) (Sel de chitosane) est plus désordonné que le type II. Celui-ci a un fort degré de désacétylation (90%) (forme amine libre) (http://www.ifrance.com/ Kiefer/ ES Htm).

METHODES DE CARACTERISATION DU CHITOSANE

Analyse par FTIR

Spectroscopie FTIR

La spectrophotométrie infrarouge (FTIR) a été proposée comme la méthode la plus rapide et la plus efficace pour comparer les propriétés et les groupements chimiques du chitosane (Asma, 2011).
Le principe de la spectrophotométrie infrarouge se base sur les émissions de vibrations entre deux atomes. Elles sont spécifiques à chaque environnement atomique. Ces vibrations sont identifiées selon leurs fréquences (Rao et al., 2000).
Elle permet de caractériser les groupements fonctionnels dans les polymères purs en identifiant leurs bandes d’absorption et vérifier si leur nombre d’onde a changé une fois qu’ils ont été mélangés. Cette variation est due à des modifications chimiques ou physiques induites par les interactions entre les différents polymères du mélange (Dhieb, 2014).

Conditions pour l’analyse spectroscopique de FTIR du chitosane

Les spectres de FTIR sont habituellement enregistrés dans l’infrarouge moyen (4000 cm-1 à 400 cm-1) avec une résolution de 4 cm-1 dans le mode d’absorbance pour 8 à 128 balayages à la température ambiante. Les échantillons pour l’analyse de FTIR sont préparés en rectifiant les poudres mélangées sèches avec KBr en poudre, souvent dans le rapport de 1:5 (1 g de l’échantillon dans 5 g de KBr) et alors comprimé pour former des disques (Keddou, 2008).
Des spectres sont parfois mesurés en utilisant a détecteur contenant du deutérium de triglycerinesulphate (DTGS) avec un détecteur spécifique de 1 x 109 cm Hz 1/2 w-1 ou sur des films en utilisant une méthode totale atténuée de la réfraction (ATR) dans la spectroscopie FTIR. L’analyse spectroscopique infrarouge de la réflectivité diffuse Fourier-Transform est également appliquée (Le Roux, 2012).

La spectrophotométrie UV-Visible

La spectrophotométrie UV-Vis est une méthode très sensible, facilement automatisable et de fiable coût. Elle est cependant souvent sujette aux interférences de la matrice. C’est pourquoi, elle est plus intéressante pour l’analyse des eaux de surface que pour celle des extraits de sols. La spectrophotométrie UV-Vis est basée sur la propriété des éléments d’absorbés un rayon lumineux. Elle est utilisable sur toute la longueur des spectres: de l’UV (220 nm) au proche IR (1 nm). La méthode est d’un emploi très général car lorsque le corps à mesurer peu absorbant, on lui ajoute un réactif spécifique pour former un nouveau produit absorbant. Le rapport entre l’intensité du rayon incident et celle du rayon transmis est en relation direct avec la concentration de l’élément à mesurer selon la loi de Lambert et Beer.
Les appareils de mesure fonctionnent toujours par comparaison. La mesure de l’absorbance est réalisée grâce à des cellules photo-électriques dont la sensibilité est très élevée.

Mesure du degré de désacétymilation (DD)

Le degré de désacétymilation est l’une propriété les plus importantes du chitosane. Il influe, non seulement sur les caractéristiques chimiques et physiques, mais aussi sur la biodégradation et l’activité immunologique du chitosane (Claire et al., 2001).
Dans les 30 ans passés, beaucoup de méthodes ont été développées pour la détermination de DD, y compris la spectrophotométrie infrarouge.
La spectroscopie UV, la résonnance magnétique nucléaire, la titration colloïdale et la titration pontientiométrique.
Cependant la méthode la plus simple est celle de la spectrophotométrie IR proposée par Brugnerotto et al., (2001).

LES COLORANTS TEXTILES

Généralité des colorants

Les colorants ont la propriété d’absorber une partie du spectre lumineux dans le visible. Cette absorption est favorisée par leur structure chimique comprenant des groupements chromophores (noyaux aromatiques ou hétérocycliques à doubles liaisons conjuguées) pour la couleur, et des groupements auxochromes pour assurer la solubilité du colorant dans l’eau, ou établir des liaisons efficaces avec les groupements chimiques du support à colorer (Djelal et al., 2008). Une couleur est définie par sa longueur d’onde, ou par un mélange de longueurs d’onde. Le spectre de la décomposition de la lumière blanche pourrait se résumer à trois couleurs dites « primaires » de la lumière : le rouge, le jaune et le bleu (Grégorio et al., 2009).
Les colorants furent, pendant très longtemps, extraits du milieu naturel : plantes, animaux et minéraux. Les premiers colorants synthétiques datent du milieu du 19ème siècle. L’évolution de l’industrie des colorants a été étroitement liée au développement de la teinture synthétique et de la chimie en général. V.2. Classification et propriétés des colorants
Depuis la découverte de la mauvéine par Perkin en 1856 et de la fuchsine par Verguin en 1858, de très nombreux colorants ont été élaborés ; on en dénombre aujourd’hui plus de 10 000 en production industrielle et il a été nécessaire d’avoir un système de classification.
La classification des colorants peut être faite selon leur constitution chimique et tinctoriale.

Classification chimique

Les colorants azoïques, anthraquinoniques, phtalocyanines et indigoïdes sont parmi les colorants les plus utilisés. D’autres types de colorants tels que les diphénylméthanes, les triphénylméthanes, les colorants polyméthiniques et les colorants du soufre sont aussi d’autres familles chimiques moins utilisés que les premiers (Grégorio et al., 2009).

Classification tinctoriale

Si cette classification présente un intérêt pour le fabricant de matières colorantes, le teinturier utilise plutôt la classification par domaine d’application (Grégorio et al., 2009). Ainsi, il est renseignée sur la solubilité du colorant dans le bain de teinture, son affinité pour les diverses fibres et sur la nature de la fixation (Grégorio et al., 2009). On distingue différentes catégories tinctoriales définies par les auxochromes : les colorants réactifs, cuve, dispersés, directs à mordants et soufrés.

Impact environnemental des colorants textile

L’un des principaux problèmes environnementaux qui se posent dans les industries textiles est celui des quantités d’eaux résiduaires rejetées et leur décharge. Les autres questions importantes sont la consommation énergétique, les émissions dans l’atmosphère, les déchets solides et les odeurs qui peuvent représenter des nuisances significatives dans certains traitements (Le Roux, 2012).

Table des matières

INTRODUCTION
Partie I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I. GENERALITES
I.1. Production de crabes
I.2. La chitine et le chitosane
I.2.1. Historique
I.2.2. Définition et la structure moléculaire
II. EXTRACTION DE LA CHITINE ET PRODUCTION DU CHITOSANE
II.1. Extraction de la chitine
II.1.1. Extraction chimique
II.1.1.1. Déminéralisation
II.1.1.2. Déprotéinisation
II.1.2. Extraction biologique
II.1.2.1. Voie enzymatique
II.1.2.2. Voie fermentaire
II.2. Préparation du chitosane
III. CARACTERISATION PHYSICO-CHIMIQUE ET BIOLOGIQUE DE LA CHITINE
III.1. Caractérisation physico-chimique de la chitine
III.1.1. Structure cristalline et l’indice de cristallinité
III.1.2. Degré de polymérisation
III.1.3. Poids molaire et Viscosité
III.1.4. Solubilité
III.1.5. Degré d’acétylation et la répartition des groupes acétyles
III.2. Caractérisation biologique de la chitine
III.2.1. Biocompatibilité
III.2.2. Biodégradabilité
III.3. Dérivés et structure cristalline du chitosane
III.3.1. Dérivés du chitosane
III.3.2. Structure cristalline
IV. METHODES DE CARACTERISATION DU CHITOSANE
IV.1. Analyse par FTIR
IV.2. Mesure du degré de désacétymilation (DD)
V. LES COLORANTS TEXTILES
V.1. Généralité des colorants
V.2. Classification et propriétés des colorants
V.2.1. Classification chimique
V.2.2. Classification tinctoriale
V.3. Impact environnemental des colorants textile
V.4. Toxicité et écotoxicité des colorants textiles
VI. LES DIFFERENTES METHODES D’ELIMINATION DE COLORANT
VI.1. Adsorption sur des matériaux adsorbant comme le Charbon Actif
VI.2. Floculation-coagulation
VI.3. Traitement biologique
VI.4. Oxydation
VI.5. Elimination de colorants par le chitosane
VI.6. Synthèse bibliographique des travaux récents
Partie II : MATERIELS ET METHODES
I. MATERIELS
I.1. Matériels biologiques
I.2. Matériel enzymatique
II. METHODES
II.1. Préparation de la poudre des co-produits
II.2. Détermination du pH des poudres
II.3. Analyse des compositions des poudres
II.3.1. Matière sèche
II.3.1.1. Principe
II.3.1.2. Mode Opératoire
II.3.1.3. Mode de calcul
II.3.2. Teneur en protéines
II.3.2.1. Principe
II.3.2.2. Mode Opératoire
II.3.2.3. Mode de calcul
II.3.3. Teneur en lipide
II.3.3.1. Principe
II.3.3.2. Mode opératoire
II.3.3.3. Mode de calcul
II.3.4. Teneur en cendres
II.3.4.1. Principe
II.3.4.2. Mode Opératoire
II.3.4.3. Mode de calcul
II.3.5. Teneur en éléments minéraux (Calcium ; Sodium ; Magnésium et Potassium)
II.3.5.1. Principe
II.3.5.2. Mode Opératoire
II.3.5.3. Mode de calcul
II.4. Extraction de la chitine et préparation du chitosane
II.4.1. Extraction de la chitine
II.4.2. Préparation du chitosane
II.4.3. Purification du chitosane
II.5. Caractérisation du chitosane
II.5.1. Dosage conductimétrie
II.5.2. Dosage pH-métrique
II.5.3. Spectrophotométrie UV-visible
II.5.4. Spectrométrie FTIR
II.6. Essais de traitement d’eau de rejet d’industrie textile par le chitosane
II.7. Analyses des paramètres physico-chimiques des eaux
II.7.1. Mesure du pH
II.7.2. Détermination de la conductivité
II.7.3. Détermination de la turbidité
II.7.4. Détermination des matières en suspension
II.7.5. Détermination de la couleur
II.7.6. Demande chimique en oxygène (AFNOR NFT 90-103, 1975)
II.7.7. Demande biochimique en oxygène
PARTIE III : RESULTATS
I. CARACTERISATION DE LA POUDRE DE CARAPACE ET PINCE DE CRABES
I.1. pH et matière sèche
I.2. Matières organiques
I.3. Cendre et éléments minéraux
II. EXTRACTION SEMI – ENZYMATIQUE DU CHITOSANE
III. CARACTERISATION DU CHITOSANE
III.1. Détermination du degré de désacétylation (DD) du chitosane par dosage conductimétrie
III.1.1. Dosage conductimétrique basique
II.1.2. Dosage conductimétrique acide
III.2. Degré de désacétylation par dosage pH-métrique
III.3. Caractérisation du chitosane par spectrophotométrie infrarouge FTIR
III.5. Calcul du DD par spectrophotométrie FTIR
III.6. Caractérisation du chitosane par le balayage du spectrophotomètre UV-visible
IV. QUALITES DES EAUX USEES DE L’INDUSTRIE TEXTILE PAR LE TRAITEMENT DU CHITOSANE
Partie IV : DISCUSSIONS
I. COMPOSITION BIOCHIMIQUE DES POUDRES DU CRABE ET EXTRACTION DU CHITOSANE
II. CARACTERISTIQUES DU CHITOSANE
III. TRAITEMENT DES EAUX USEES
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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