Biotransformation des constituants de la ration dans le rumen

Méthodes in vivo pour estimer la dynamique de biotransformation

L’étude in vivo de la dynamique de biotransformation dans le rumen nécessite un accès au contenu ruminal et éventuellement duodénal. Cet accès passe principalement par des prélèvements répétés de jus et / ou de contenu ruminal. Plusieurs méthodes de prélèvements sont possibles. La méthode la plus répandue est l’utilisation d’animaux fistulés du rumen.
Quand les animaux ne sont pas équipés de fistules, l’intubation œsophagienne ou la ruminocentèse (appelée également trocardage du rumen) peuvent être utilisées (Doreau, 2008). Même si ces méthodes sont moins invasives, elles sont peu utilisées en recherche du fait de leurs nombreux inconvénients. En effet, avec l’intubation œsophagienne, l’échantillon prélevé risque d’être contaminé par de la salive et avec la ruminocentèse, il y a risque d’abcès ou de péritonite (Duffield et al., 2004). Elles ne sont pas envisageables pour des prélèvements effectués en cinétique, que seule la présence de fistule rend possible. D’autre part, elles ne permettent pas le prélèvement de contenu solide. Ces deux méthodes sont principalement utilisées par les vétérinaires par exemple pour la détection d’acidose (Kleen et al., 2004; Enemark, 2009).
Matériels et méthodes :Une canule ruminale autorise des prélèvements répétés de jus et / ou de contenu ruminal. L’étude de la dynamique des indicateurs de la biotransformation est généralement faite par prélèvements successifs autour de la distribution des repas sur une demi-journée (Tice et al., 1993 ; Abijaoudé et al., 2000a) ou une journée complète (Khorasani et al., 2001 ; Cantalapiedra-Hijar et al., 2009). Le rythme de prélèvements est variable selon les auteurs, pouvant aller de prélèvements toutes les demi-heures (Khorasani et al., 2001) à des intervalles de 2 ou 3 heures (Tice et al., 1993). La dynamique de biotransformation est suivie par l’analyse de ces prélèvements. Notons que la canule ruminale autorise également la pose de sonde pH à l’intérieur du rumen qui permet des mesures en continu. Cette technique est utilisée notamment dans les études sur l’acidose sub-clinique (Desnoyers et al., 2008a ; Colman et al., 2010).

Ecosystème du rumen

Paramètres biotiques

Les microorganismes du rumen se caractérisent par leur grande diversité. On y trouve bactéries, protozoaires et champignons.
Bactéries :Les bactéries sont les microorganismes les plus nombreux du rumen. Elles représentent 50 % de la biomasse microbienne et leur concentration peut atteindre 1011 cellules vivantes / mL de contenu ruminal (Hungate, 1966). Leur taille est comprise entre 0,3 et 50 µm (Yokoyama et Johnson, 1988). La flore ruminale se caractérise par son extrême diversité.
Environ 200 espèces ont été isolées, dont une trentaine spécifique du rumen, présentant des activités enzymatiques variées. Hungate (1966) a proposé une classification fonctionnelle : bactéries cellulolytiques, amylolytiques, hémicellulolytiques, saccharolytiques, protéolytiques, méthanogènes, lipolytiques, etc… que d’autres auteurs continuent à utiliser (Dehority, 2003). Les bactéries peuvent également être classifiées selon leur environnement : bactéries libres présentes dans la phase liquide, associées à des particules alimentaires solides, attachées à la surface des protozoaires ou encore associées à l’épithélium ruminal (Czerkawski et Cheng, 1988 ; McAllister et al., 1994).
Les bactéries du rumen ont été étudiées par des méthodes de cultures bactériennes, lourdes à mettre en œuvre, qui ont permis l’isolement et l’identification d’un nombre important de souches bactériennes. L’introduction de nouvelles techniques offre des perspectives d’études intéressantes. L’analyse des séquences des ARN ribosomaux (ARNr) 16S permet d’améliorer la description de la diversité génétique et des relations phylogénétiques (Case et al., 2007). Le développement de la métagénomique, qui consiste à séquencer l’ensemble des génomes microbiens d’un échantillon, offre des perspectives pour, par exemple, identifier de nouveaux gènes codant pour des enzymes ou avoir accès à des bactéries qu’on était jusqu’alors incapable de mettre en culture (Singh et al., 2008).
Les bactéries associées aux particules alimentaires sont numériquement supérieures aux autres catégories (Minato et al., 1993). Elles représentent jusqu’à 75 % de la population microbienne totale (Koike et al., 2003). Ces bactéries sont responsables de la majorité de l’activité enzymatique dans le rumen (Williams et Strachan, 1984 ; Minato et al., 1993) : 88 à 91 % pour les endoglucanases et xylanases, 70 % pour les amylases et 75 % pour les protéases (Miron et al., 2001). Cette population bactérienne joue donc un rôle de pivot dans la digestion des aliments dans le rumen, leur dynamique de colonisation pouvant impacter la dynamique de digestion. Les mécanismes de colonisation ont été décrits dans la revue de Miron et al. (2001). Néanmoins, même si la colonisation des particules alimentaires par les bactéries est centrale dans les processus de dégradation des aliments, la dynamique de ce processus n’est pas complètement connue (Edwards et al., 2007). L’adhésion initiale des bactéries se produit très rapidement : après 10 minutes pour Koike et al. (2003) , 1 % de la MS du substrat colonisée après 15 minutes chez Yang (1991). L’augmentation du nombre de bactéries attachées se poursuit dans la suite de l’incubation jusqu’à 24 ou 48 h selon les espèces bactériennes, s’expliquant à la fois par de nouvelles adhésions au substrat de bactéries libres dans le milieu et par la prolifération des bactéries déjà attachées (Koike et al., 2003) . De nombreux facteurs peuvent affecter l’adhésion bactérienne : facteurs liés aux bactéries (âge, condition du glycocalyx, compétition bactérienne), liés au substrat (surface, hydratation, charge ionique…), liés à l’environnement (pH, température, oxygénation, …) (Miron et al., 2001). Yang (1991) a montré qu’à 3 heures après le début de l’incubation, la colonisation était très dépendante de la teneur en paroi végétale , puisque les constituants pariétaux représentent une surface d’adhésion importante pour les microorganismes. La dégradation des glucides peut être également retardée par un stockage transitoire de polysaccharides par les bactéries (Sauvant et Van Milgen, 1995). La mise en réserve atteint un maximum entre 1 à 2 heures après le début du repas puis diminue lentement au rythme de l’utilisation du substrat par les bactéries créant ainsi un délai de 5 à 10 heures dans la dynamique de l’utilisation des glucides.
Protozoaires :Les protozoaires présents dans le rumen font partie principalement de l’embranchement des ciliés et sont représentés majoritairement par deux groupes : les holotriches et les entodiniomorphes. Ils représentent 40 % de la biomasse microbienne et leur concentration est évaluée à 106 cellules vivantes / mL de contenu ruminal. Leur taille varie de 20 à 150 µm selon les espèces (Fonty et al., 1995).
Les protozoaires participent à la digestion des constituants de la ration. Certains protozoaires peuvent digérer les parois et les chloroplastes, ingérer des grains d’amidon, des glucides solubles et des bactéries. La Figure 6 montre la dynamique de la teneur en polysaccharides des protozoaires. Le stockage de ces molécules par les protozoaires (Jouany et Thivend, 1972), tout comme celui effectué par les bactéries évoqué dans le paragraphe précédent, induit un délai dans la dégradation de ces molécules, estimé à 7 h avec un régime riche en orge (Sauvant et Van Milgen, 1995).
La concentration des ciliés entodiniomorphes diminue pendant environ 4 h après la prise d’un grand repas, puis augmente dans l’intervalle de 4 à 8 h suivant ce repas, pour enfin rediminuer après 8 h. La première phase s’explique par un effet de dilution et par une vidange accrue du rumen au moment des repas ; la seconde phase correspond à la phase de division des ciliés et à la stabilisation du milieu ; la dernière phase correspond à un appauvrissement du milieu en nutriments (Fonty et al., 1995). Différents exemples de variations journalières de la concentration en protozoaires du rumen ont été compilés par Dehority (2003).
Champignons :Les champignons trouvés dans le rumen sont anaérobies stricts, ce qui est assez rare pour le groupe des champignons. Ils ne possèdent pas de mitochondries, ni de cytochromes. On décrit trois genres : un pluri-flagellé, Neocallimastix, deux uniflagellés, Piromonas et Caecomyces. Leur concentration est estimée à 103 zoospores / mL de contenu (Jouany, 1994), soit de l’ordre de 8 % de la biomasse microbienne du rumen (Orpin et Joblin, 1988). Ils sécrètent des enzymes impliquées dans la digestion des glucides et protéines.

Paramètres abiotiques

Les facteurs abiotiques du rumen représentent l’ensemble des facteurs physico-chimiques influençant la flore et la faune microbiennes.
pH et pouvoir tampon :Le pH doit être compris entre 6 et 7 pour assurer une bonne prolifération des microorganismes. Le pH ruminal est la résultante de différents éléments : production d’acides, leur absorption, leur sortie avec les digesta, et effet de tampons contenus dans la salive et dans la ration.
La principale source de variation du pH est la fermentation des aliments qui conduit à la formation d’acides (AGV et acide lactique) pouvant faire baisser le pH du fait de leurs pKa inférieurs à 7. Cette chute de pH est compensée par une sécrétion salivaire intense : 100 à 190 L par jour pour la vache, 6 à 15 L par jour pour le mouton (Sautet, 1995), à pouvoir tampon élevé par sa teneur en bicarbonates et en phosphates . La sécrétion salivaire est difficile à mesurer, mais peut être estimée par excès par le flux de liquide au duodénum (FLD) (Jacques et al., 1989). Le recyclage salivaire étant très corrélé à l’activité masticatoire des animaux, il existe également une relation entre pH et indice de mastication . Les aliments de la ration ont également une valeur tampon intrinsèque (Giger-Reverdin et al., 2002). La vitesse d’absorption des AGV à travers la paroi ruminale (différente selon les AGV) (Dijkstra et al., 1993 ; Nozière et al., 2010) ainsi que la sortie des digesta sont également à prendre en compte dans la détermination du pH. Après un repas, le pH diminue du fait de la production d’acides, puis augmente. Dragomir et al. (2008) ont proposé de décrire l’évolution postprandiale du pH ruminal par plusieurs critères (pH initial, pH final, pH minimal, temps du pH minimal, durée quand le pH est inférieur à 6, …) pour remplacer l’utilisation de la valeur moyenne du pH considérée comme insatisfaisante.
Température :La température du milieu ruminal est constante et est comprise entre 38 et 40°C (Clarke,1977). Cette température peut varier avec l’intensité des fermentations et peut monter jusqu’à 41°C. Selon Church (1976), seul l’abreuvement (eau froide) ou l’ingestion de fourrage gelé peut faire chuter la température de 5 à 10°C. Il faut près de une à deux heures pour qu’elle retrouve sa valeur initiale. Néanmoins les conséquences de cette chute de température sont très faibles (Dehority, 2003). Les protozoaires ne peuvent pas survivre à une température supérieure à 40°C, surtout lorsque de telles températures sont maintenues pendant une longue période (Hungate, 1966).
Anaérobiose et potentiel d’oxydo-réduction :Le rumen est caractérisé par des conditions d’anaérobiose. Néanmoins, de très faibles quantités d’oxygène peuvent entrer dans le milieu via l’alimentation, l’ingestion d’eau ou par diffusion à partir du sang (Marounek et al., 1982). Dans des conditions normales de fonctionnement du rumen, le potentiel d’oxydo-réduction est négatif et varie de -150 à – 250 mV (Broberg, 1958 ; Barry et al., 1977 ; Marden et al., 2005) lorsqu’il est mesuré par rapport à l’électrode standard à hydrogène. L’activité microbienne est capable de corriger les écarts de potentiel redox et de maintenir le milieu très réducteur. Elle permet également d’éliminer les très faibles entrées d’oxygène dans le milieu (principalement les bactéries anaérobiques facultatives) (Rémond et al., 1995 ; Dehority, 2003). Le potentiel redox augmente après le repas et ensuite diminue (Figure 11) (Marounek et al., 1982 ; Mathieu et al., 1996 ; Andrade et al., 2002 ; Marden et al., 2005). Le potentiel redox est généralement lié négativement au pH ruminal néanmoins cette relation n’est pas toujours significative (Julien et al., 2010).

Dégradation des lipides et biohydrogénation des AG insaturés dans le rumen

La digestion des lipides chez les ruminants a fait l’objet de nombreuses revues (Jenkins, 1993 ; Doreau et Chilliard, 1997 ; Harfoot et Hazlewood, 1997 ; Sauvant et Bas, 2001 ; Jenkins et al., 2008).
Les lipides de la ration sont principalement composés de galactolipides, phospholipides (pour les fourrages) et de triglycérides (pour les aliments concentrés). Ces lipides subissent tout d’abord une lipolyse libérant les AG des triglycérides. Anaerovibrio lipolytica est la principale bactérie impliquée dans cette lipolyse (Lourenço et al., 2010).
Les AG libres insaturés peuvent alors subir des réactions d’isomérisation et de biohydrogénation. Les isomérases transforment les liaisons cis en liaison trans. Les réductases saturent quant à elles les doubles liaisons. Les principales voies connues ou probables de la biohydrogénation ruminale des acides linoléique (cis-9, cis-12 C18:2), linolénique (cis-9, cis-12, cis-15 C18:3) et oléique (cis-9 C18:1). La biohydrogénation du cis-9, cis-12 C18:2 et du cis-9, cis-12, cis-15 C18:3 conduit à la formation d’acide stéarique (C18:0) suite à une isomérisation et une série de réductions. Les vitesses de réactions sont différentes, notamment la dernière réduction est plus lente et fonction du pH. Ainsi, les flux digestifs sortant du rumen contiennent plus de C18:1 trans que de C18:2 et C18:3 trans. Parmi les différentes voies métaboliques de biohydrogénation de ces AGPI, les voies du trans 11 et du trans 10 sont souvent rencontrées , principalement celle du trans-11. La voie du trans-10 s’observe principalement avec des rations riches en amidon et / ou une supplémentation en huiles végétales ou de poisson (Bauman et Griinari, 2001 ; Shingfield et Griinari, 2007). L’hydrogénation entraîne la disparition de plus de 70 % du cis-9 C18:1, plus de 80 % du cis-9, cis-12 C18:2 et plus de 90 % des cis-9, cis-12, cis-15 C18:3. L’importance de ces réactions est très dépendante de la composition des rations. Une méta-analyse traitant des flux d’AG chez les ruminants et leurs facteurs de variation a été réalisée récemment (Glasser et al., 2008b ; Schmidely et al., 2008).
Les bactéries responsables de la biohydrogénation peuvent être classées selon 2 groupes : les bactéries dont la croissance est inhibée par l’acide linoléique (dose inférieure à 200 µg / mL) et ayant une activité butyrate-kinase supérieure à 600 U / mg de protéines (Butyrivibrio proteoclasticus et Butyrivibrio hungatei) et les bactéries non inhibées par l’acide linoléique et ayant une activité butyrate-kinase inférieure à 40 U / mg de protéines (Butyrivibrio fibrisolvens et Pseudobutyrivibrio spp.) (Lourenço et al., 2010). Cette nouvelle classification remet en cause celle proposée par Harfoot et Hazlewood (1997) qui classaient les bactéries impliquées dans la biohydrogénation en 2 groupes : les bactéries du groupe A, capables d’hydrogéner les acides linoléique et linolénique en trans-11 C18:1, et les bactéries du groupe B, capables d’hydrogéner les acides linoléique et linolénique en C18:0. Les bactéries Butyrivibrio spp ne sont pas responsables de l’hydrogénation de l’acide linoléique en trans-10, cis-12 C18:2 , qui est certainement due à Propionibacterium acnes et dans une moindre mesure à Megasphaera elsdenii (Lourenço et al., 2010).

Typologies des modèles existants en nutrition des ruminants

Les approches de la modélisation appliquées à la nutrition des ruminants sont très diversifiées. Les modèles utilisés peuvent être caractérisés selon trois classes (France et Thornley, 1984).

Modèles statiques vs. dynamiques

Les modèles statiques ne prennent pas en compte le temps comme variable. En d’autres termes, le processus considéré se maintient dans un état stationnaire « moyen ». Ils sont généralement utilisés pour prédire des valeurs moyennes et faire des bilans à l’échelle de la journée.
Les modèles dynamiques, quant à eux, prennent en compte le temps comme variable. Il est souvent matérialisé dans des équations différentielles par rapport au temps (Sauvant, 1992).

Modèles empiriques vs. mécanistes

Les modèles empiriques décrivent les propriétés externes du système considéré (Sauvant, 1992) sans en connaître les rouages internes (= boîte noire) (Sauvant, 1988). Il s’agit d’ajuster des données expérimentales, rassemblées sous forme de bases de données, pour dégager des lois générales et prévoir des modifications de ces lois selon des facteurs de variations. Les modèles peuvent être statiques (réponse à un facteur) ou dynamiques (courbes de croissance) (Sauvant, 1992). Les systèmes d’unités d’alimentation, comme celui créé par l’INRA, sont basés sur ce type de modélisation (Vérité et al., 1987). Parmi les méthodes de modélisation empirique, la méta-analyse est un outil efficace pour analyser et synthétiser des ensembles de données (Sauvant et al., 2008b).
Au contraire, les modèles mécanistes ont pour objectif d’expliquer le comportement d’un système à un niveau donné en se basant sur des processus aux niveaux sous-jacents. La majorité des modèles mécanistes en nutrition animale sont basés sur une représentation compartimentale du système accompagnée d’un ensemble d’équations différentielles, déterministes et dynamiques attribuées à chacun des compartiments.
La modélisation mécaniste n’exclut pas complètement la modélisation empirique. En effet, lors de la construction de modèles mécanistes, les relations sur lesquelles ils s’appuient sont souvent issues de la modélisation empirique (Sauvant, 1992).

Modèles déterministes vs. stochastiques

Les modèles déterministes, basés sur des paramètres moyens sans variabilité associée, effectuent des prédictions sans distribution de probabilité associée. Les modèles stochastiques, encore appelés probabilistes, basés sur des paramètres aléatoires ou des distributions de probabilité, réalisent des prédictions de valeurs en précisant la quantité et la variance associée (Sauvant, 1992).
Dans la suite, nous nous intéresserons spécifiquement à la modélisation mécaniste, déterministe et dynamique des biotransformations dans le rumen, car ces modèles sont explicatifs par nature et intègrent des données dynamiques expérimentales sous-jacentes.
L’objectif de ces modèles est de rendre compte fidèlement les variations liées au régime ou à la dynamique des particules ou des micro-populations en intégrant à ces modèles les facteurs explicatifs des variations observées.

Principaux modèles de rumen et études comparatives

Principaux modèles de rumen

Les premiers modèles mécanistes de rumen datent des années 1970 sous l’impulsion notamment de l’Américain R. L. Baldwin (Baldwin et al., 1970 ; Reichl et Baldwin, 1975; Ulyatt et al., 1976 ; Baldwin et al., 1977). Le nombre de publications a ensuite progressivement augmenté. Parmi les publications de références de la modélisation du rumen entier, nous pouvons citer :
le modèle « Molly » développé par Baldwin et al. (1987) à l’université de Davis (Californie), le modèle «Cornell Net Carbohydrate and Protein System» développé par l’université de Cornell (New York) depuis 1992 (Russell et al., 1992 ; Sniffen et al., 1992), modèle statique, le modèle de Danfaer (1990), le modèle de Dijkstra et al. (1992), le modèle de Lescoat et Sauvant (1995).

Etudes comparatives des modèles de rumen

Des études comparatives de ces modèles ont été effectuées par différents auteurs. Il existe deux types d’études comparatives : les études qualitatives et les études quantitatives.
Les études comparatives qualitatives sont essentielles pour le développement de nouveaux modèles. Elles mettent en évidence les approches déjà utilisées, les similitudes et différences entre les modèles, ce qui permet de réduire les temps de mise au point des nouveaux modèles. Parmi ces études, nous pouvons citer celles de : Sauvant (1988), Sauvant et al. (1995a), Dijkstra et France (1996), Sauvant (1997) et Offner (2003).
Les études quantitatives permettent d’évaluer la qualité de simulation des modèles considérés. Pour cela, il s’agit de développer des bases de données sur les critères d’entrée des modèles (rations alimentaires, caractéristiques des animaux) et de sortie (paramètres ruminaux, flux digestifs) et d’effectuer des simulations. Une analyse comparative des résultats obtenus permet d’identifier les forces et faiblesses des modèles, ce qui est très utile pour le développement des futurs modèles. Parmi ces études, nous pouvons citer celles de : Ramangasoavina et Sauvant (1993), Kohn et al. (1995), Bannink et Visser (1997), Bannink et al. (1997), Offner et Sauvant (2004).

Table des matières

CHAPITRE 1 : INTRODUCTION GENERALE
Introduction 
I. Méthodes d’étude de la biotransformation des constituants de la ration dans le rumen 
I.1. Méthodes in vivo
I.2. Méthode in situ
I.3. Méthodes in vitro
II. Dynamique du devenir des aliments dans le rumen
II.1. Ecosystème du rumen
II.2. Biotransformation des constituants de la ration dans le rumen : dégradation, synthèse et
conversion
III. Modélisation mécaniste de la biotransformation dans le rumen 
III.1. Typologies des modèles existants en nutrition des ruminants
III.2. Modèles mécanistes de rumen
IV. Influence du pourcentage de concentrés sur les biotransformations ruminales, comportement d’ingestion, performances zootechniques, rejets et qualité des produits
IV.1. Description des bases de données utilisées
IV.2. Effets du pourcentage de concentrés sur l’écosystème ruminal
IV.3. Effets du pourcentage de concentrés sur la biotransformation des constituants de la ration dans le rumen
IV.4. Effets du pourcentage de concentrés sur les performances zootechniques
IV.5. Effets du pourcentage de concentrés sur la composition des produits
V. Stratégie de la thèse 
CHAPITRE 2 : ESSAI IN VIVO
Introduction
I. ARTICLE 1 : Effets du pourcentage de concentrés sur les fermentations ruminales, la digestibilité des nutriments, les métabolites plasmatiques et la composition du lait chez la chèvre laitière en milieu de lactation
II. ARTICLE 2 : Effets du pourcentage de concentrés sur les flux duodénaux de fibres, d’amidon et d’acides gras, et sur la biotransformation ruminale de monoterpènes chez la chèvre en milieu de lactation
III. ARTICLE 3 : Effet du pourcentage de concentrés sur la dynamique d’ingestion chez la chèvre en milieu de lactation
CHAPITRE 3 : ESSAIS IN VITRO 
Introduction
I. ARTICLE 4 : Influence du pourcentage de concentrés sur les dynamiques de fermentation in vitro
II. ARTICLE 5 : Effets du pourcentage de concentrés et de la supplémentation en huile sur les fermentations in vitro
III. Complément : Partition du carbone et de l’hydrogène dans le rumen in vitro – approche stœchiométrique
CHAPITRE 4 : MODELISATION MECANISTE
ARTICLE 6 : Modèle mécaniste physico-chimique de fermenteur in vitro gaz-test : pH et production de gaz
CHAPITRE 5 : DISCUSSION GENERALE
I. Prise en compte de différentes échelles d’organisation spatio-temporelle
II. Effets du pourcentage de concentrés incorporés dans la ration sur les paramètres ruminaux et les réactions de biotransformation ruminale
II.1. Essai in vivo
II.2. Essais in vitro
II.3. Conclusion
III. Relation avec l’animal-hôte : comportement d’ingestion, performances animales et qualité des produits
III.1. Ingestion et comportement d’ingestion
III.2. Production laitière et qualité du lait
IV. Vers une définition de la capacité de biotransformation du rumen ? 
V. Approfondissement de la compréhension et la représentation de la thermodynamique du rumen et de la partition de carbone dans le rumen
V.1. Apport des essais in vitro
V.2. Apport du modèle in vitro
CONCLUSION ET PERSPECTIVES 
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
Annexe 1 : Liste des publications : modèles de rumen
Annexe 2 : Liste des publications : bases de données « pourcentage de concentrés chez les caprins »
Annexe 3 : Communications à des congrès (posters et abstracts)

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