Bio-écologie des anophèles

Bio-écologie des anophèles 

Cycle de développement des anophèles 

Les anophèles sont des insectes holométaboles dont le cycle biologique comprend deux phases  : Une phase aquatique pour les stades immatures (pré imaginaux) à savoir l’œuf, les larves et la nymphe et une phase aérienne correspondant à la vie des moustiques adultes ou imago, avec des mâles et des femelles.

Les œufs
Une femelle d’anophèle pond entre 50 et 200 œufs. Les œufs présentent une forme ovulaire de 0,5 mm de long de couleur blanchâtre au moment de la ponte. L’œuf est muni de trois enveloppes, la première (interne) entoure le vitellus et l’embryon, la deuxième est l’endochorion qui va durcir et se mélaniser peu après la ponte (2 heures) et la troisième (externe) est l’exochorion. L’œuf est aussi muni de deux flotteurs latéraux permettant de rester à la surface de l’eau. Les œufs d’anophèles ne résistent généralement pas à la dessiccation et éclosent dans les 48 heures après l’oviposition, dès que l’embryon est entièrement développé (Clements, 1992).

Les larves
Il existe quatre stades larvaires (L1, L2, L3, L4) séparés chacun par une mue correspondant à une période de croissance avec une augmentation perceptible de taille (Figure 1). Morphologiquement la larve est constituée de trois parties, la tête, le thorax et l’abdomen (Figure 2). La larve s’alimente en filtrant les particules alimentaires à la surface de l’eau. La croissance larvaire est tributaire de la température de l’eau, de la densité de larves, de la quantité et de la qualité de nourriture disponible (Gilles et al. 2011).

La nymphe ou pupe
La nymphe représente le dernier stade de la vie pré-imaginale et de la phase aquatique. A la fin de la vie larvaire, la cuticule de la nymphe se fend longitudinalement pour donner une nymphe. Celle-ci ne s’alimente pas et subit des remaniements internes très importants au cours de la métamorphose qui permet la transformation en adulte ailé. C’est au cours de la vie nymphale que commence la spermatogenèse (Clements, 1992; Helinski et al. 2009). Il existe un dimorphisme clairement défini (forme du génitalia de la femelle (plus court) et du mâle (plus allongé)) au stade nymphal permettant la différenciation entre mâles et femelles (Figure 3). Ce critère est mis à profit pour le sexage des pupes sous microscope au laboratoire.

Les adultes
Après l’émergence, l’imago est composé de trois parties bien distinctes: la tête qui porte les pièces buccales, les yeux, les antennes et les palpes (qui permettent de déterminer facilement le sexe); le thorax qui porte 3 paires de pattes et 2 paires d’ailes; et l’abdomen dont l’extrémité permet aussi de différencier mâles et femelles .

Le comportement trophique et de reproduction des anophèles 

La biologie de l’adulte est caractérisée par l’alimentation et la reproduction qui, chez la femelle, s’accompagnent de la dispersion à la recherche successive d’un premier repas sucré afin d’assurer l’apport énergétique nécessaire au vol pour rejoindre les sites d’essaimage, effectuer l’accouplement et rechercher un hôte vertébré pour y prendre un repas sanguin qui permettra la maturation des œufs (Clements, 1992).

La recherche du repas de sang peut se faire soit sur un hôte humain (anthropophilie) ou animal (zoophilie) à l’intérieur (endophagie) ou à l’extérieur (exophagie) des habitations. Après ce repas, s’ensuit la digestion et la maturation des œufs pendant 2 à 3 jours dans les sites de repos soit à l’intérieur (endophilie) ou à l’extérieur (exophilie) des habitations. La femelle gravide (portant des œufs) recherche des gîtes pour déposer ses œufs (Figure 5). C’est lors de ces repas de sang que la femelle s’infecte en se gorgeant sur un hôte malade et transmet le parasite. Ces comportements permettent par ailleurs d’orienter le choix des stratégies de la lutte contre les femelles.

La femelle d’An. gambiae est inséminée généralement par un seul mâle mais des études ont révélé la possibilité de rares cas d’inséminations multiples (Tripet et al. 2003). Lors de l’insémination, le mâle secrète une masse collante (plaque d’insémination) pour boucher l’appareil génital de la femelle qui prévient ainsi toute autre insémination et qui déclenche l’oviposition (Rogers et al. 2009; Gabrieli et al. 2014). Les spermatozoïdes sont alors stockés dans une poche appelée spermathèque et y seront conservés jusqu’à la fécondation des œufs lors de l’oviposition (Detinova, 1962).

Dans leur environnement, les mâles se nourrissent exclusivement de sucre végétal (nectar, miellat et autres exsudats végétaux) qui leur fournit l’énergie nécessaire pour leurs activités (Foster, 1995; Müller et Schlein, 2005; Gary et al. 2009). Les moustiques adultes obtiennent donc leurs éléments hydrocarbonés essentiellement à partir du nectar floral mais aussi des protéines des fruits en décomposition. Ces substrats sont cependant pauvres en lipides, métabolites nécessaires à la production de phéromones chez le mâle (Warburg et Yuval, 1996). Le comportement de reproduction (Figure 6C) est essentiellement basé sur la formation d’essaims qui constituent le lieu d’accouplement des anophèles (Charlwood et Jones, 1979; Charlwood et al. 2002; Diabaté et al. 2003; 2006; 2009; 2011). L’essaim est une agrégation de mâles qui se forme au crépuscule et qui dure environ 30 minutes (Charlwood et Jones, 1979; Yuval et al. 1993; 1994; Charlwood et al. 2002). Peu avant l’heure d’essaimage les antennes des mâles s’activent puis s’ensuit l’envol vers les sites d’essaimage. Initié par un premier mâle, la densité de l’essaim augmente graduellement jusqu’au pic puis décline vers la fin de l’essaimage (Diabaté et al. 2009). Cela définit trois temps bien distincts (début, pic et fin) de l’essaim qui peuvent être déterminés par plusieurs facteurs (climat, prédateurs) (Yuval et al. 1993; Charlwood et al. 2002; Sawadogo et al. 2014). Ces facteurs déterminent aussi l’allocation individuelle d’énergie des mâles du fait de la dynamique de l’essaim pendant toute la durée de l’essaimage (Yuval et al. 1994; Dao et al. 2010). Le stock d’énergie est vite renouvelé par la recherche de nectar floral, juste après l’essaimage (Gouagna et al. 2010) et avant la recherche du site de repos.

La lutte contre le paludisme 

Aujourd’hui, les grands programmes de lutte contre le paludisme sont axés sur une stratégie de lutte intégrée basée sur la prise en charge précoce des cas, la chimioprophylaxie ciblée (aux nourrissons, aux femmes enceintes et aux migrants) et la lutte antivectorielle. Cependant face à l’accroissement de la résistance des parasites aux antipaludiques, la lutte antivectorielle est la seule méthode de prévention de masse envisageable en zone d’endémie. En outre, l’OMS a remis dans l’actualité des stratégies de chimio-prévention du paludisme saisonnier (CPS) qui consiste en une administration intermittente de protocoles thérapeutiques complets d’antipaludiques aux enfants pendant la saison du paludisme dans des zones où la transmission a un caractère fortement saisonnier.

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
CHAPITRE 1 : REVUE BIBLIOGRAPHIQUE
1.1. Le complexe Anopheles gambiae s.l.
1.2. Bio-écologie des anophèles
1.2.1. Cycle de développement des anophèles
1.2.2. Le comportement trophique et de reproduction des anophèles
1.3. La lutte contre le paludisme
1.3.1. La lutte antivectorielle actuelle
1.3.2. Autres méthodes de lutte
1.3.3. Concept de la lutte génétique
CHAPITRE 2 : METHODOLOGIE GENERALE
2.1. Cadre de l’étude
2.2. Sites d’études
2.2.1. La Vallée du Kou (VK7)
2.2.2. Soumousso
2.3. Echantillonnage de moustiques et techniques au laboratoire
2.3.1. Terrain : collecte de moustiques en milieu naturel
2.3.2. Travaux de laboratoire
CHAPITRE 3 : RESULTATS ET DISCUSSIONS
PARTIE 1 : Rôle des reserves nutritionnelles et de la taille des mâles sur le comportement d’essaimage et d’accouplement chez Anopheles coluzzii et Anopheles
gambiae en condition naturelle
1.1. Introduction
1.2. Méthodologie
1.3. Résultats
1.3.1. Variations des réserves énergétiques en fonction du temps et de l’activité des mâles
1.3.2. Budget énergétique des mâles des essaims d’An. coluzzii et d’An. gambiae
1.3.3. Réserves énergétiques des mâles accouplés et non accouplés dans les essaims
1.3.4. Implication de la taille des ailes dans le choix du partenaire sexuel et du succès à l’accouplement
1.3.5. Symétrie des ailes des mâles accouplés et non accouplés dans les essaims
1.4. Discussion
1.4.1. Variations des réserves énergétiques en fonction du temps et de l’activité des mâles
1.4.2. Budget énergétique des mâles des essaims d’An. coluzzii et d’An. gambiae
1.4.3. Réserves énergétiques des mâles accouplés et non accouplés dans les essaims
1.4.4. Taille et symétrie des ailes du mâle
1.5. Conclusion partielle
PARTIE 2 : Evaluation de l’impact du régime alimentaire sur les paramètres de
développement des larves d’Anopheles coluzzii
2.1. Introduction
2.2. Méthodologie
2.2.1. Préparation des diètes
2.2.2. Exposition des larves aux différents traitements
2.2.3. Mesure des traits d’histoire de vie
2.3. Résultats
2.3.1. Impact du régime alimentaire sur la durée de développement larvaire
2.3.2. Impact du régime alimentaire sur le taux d’émergence
2.3.3. Impact du régime alimentaire sur la taille des ailes
2.4. Discussion
2.4.1. Impact du régime alimentaire sur le temps de développement larvaire
2.4.2. Impact du régime alimentaire sur le taux d’émergence
2.4.3. Impact du régime alimentaire sur la taille des ailes
2.5. Conclusion partielle
PARTIE 3 : Standardisation de l’élevage en masse d’anophèles au laboratoire: du
traitement des œufs a l’obtention des adultes
3.1. Introduction
3.2. Méthodologie
3.2.1. Elevage et collecte des œufs
3.2.2. Technique de séchage et de pesage des œufs d’anophèles
3.2.3. Validation de la méthode d’estimation du poids sec des œufs
3.2.4. Effet de la méthode d’estimation du poids sec des œufs sur le taux d’éclosion
3.2.5. Effet du séchage sur les traits d’histoire de vie des moustiques
3.2.6. Autre méthode de séchage: effets sur l’estimation du poids sec et sur le taux
d’éclosion
3.2.7. Adaptation de la méthode d’estimation du poids sec des œufs à la cage de
production de masse
3.2.8. Production de masse de pupes
3.2.9. Amélioration de la production de masse d’œufs
3.3. Résultats
3.3.1. Estimation du poids sec
3.3.2. Validation de la méthode d’estimation du poids sec des œufs
3.3.3. Effets de la méthode d’estimation du poids sec des œufs sur le taux d’éclosion
3.3.4. Effet du séchage sur les traits d’histoire de vie des moustiques
3.3.5. Autre méthode de séchage: effets sur l’estimation du poids sec et sur le taux
d’éclosion
3.3.6. Adaptation de la méthode d’estimation du poids sec des œufs à la cage de
production de masse
3.3.7. Production de masse de pupes
3.3.8. Amélioration de la production de masse d’œufs
3.4. Discussion
3.5. Conclusion partielle
CONCLUSION GENERALE

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