Soutenance mémoire
Glycosaminoglycanes
Les GAGs sont des mucopolysaccharides qui peuvent être sulfatés ou non sulfatés. Les GAGs sulfatés sont liés à des protéines pour former des complexes appelés protéoglycanes. Il existe quatre types de GAGs sulfatés : les chondroïtines-sulfate (CSPG), les dermatanes-sulfate, les kératanessulfate et les héparanes-sulfate/héparines. L’unique GAG non sulfaté est l’acide hyaluronique (AH) (décrit plus en détail dans la section suivante). Les GAGs participent à de nombreuses fonctions biologiques. Par exemple, la décorine et le biglycane régulent le diamètre des fibres de collagène et l’organisation tissulaire alors que l’AH participe à la régulation de la motilité et l’adhésion cellulaire.
Au sein des feuillets mitraux, trois protéoglycanes et l’AH sont présents à des abondances variables selon la région du feuillet et le stress subi.
Les données provenant de VM humaines indiquent que les régions soumises principalement aux forces de compression telles que les zones de coaptation des feuillets sont enrichies en versican et AH, alors que les régions soumises majoritairement aux forces de traction sont riches en décorine et biglycan.
La décorine et le biglycan sont des petits protéoglycanes riches en leucines qui participent à la fibrillogénèse3 du collagène et séquestrent le« transforming growth factor β » (TGF-β) . Ils sont trouvés dans les régions de feuillets riches en collagène et dans les régions riches en élastine.
Le versican est un protéoglycaneplus gros, qui s’agrège à l’AH pour conférer au tissu des propriétés de résistance à la compression. Le versican co-localise avec les fibres élastiques et de nombreuses molécules cellulaires pour réguler l’adhésion, la prolifération et la migration cellulaire . Pour des raisons encore inexpliquées, le versican est plus abondant dans les valves mitrales des femmes que dans celles des hommes . De tous les protéoglycanes présents dans la valve, c’est le seul qui a montré une relation au genre. Cependant, l’abondance de tous les protéoglycanes cumulés est supérieure dans les VM des hommes.
Acide hyaluronique
L’acide hyaluronique est un GAG anionique, non sulfaté, hautement hydrophile, présent de manière ubiquitaire dans les tissus et fluides (tissus conjonctifs, moelle osseuse…) . L’AH est donc libre dans les tissus, néanmoins il peut se lier de manière non covalente à des protéoglycanes via la protéine de liaison de l’acide hyaluronique (HABP). L’AH se compose d’une répétition disaccharide d’acide glucoronique et de N-acétyl-glucosamine. Synthétisé par les protéines HAS1 3, ses récepteurs sont i) CD168, aussi appelé RHAMM, impliqué dans la motilité cellulaire, ii) stabiline-2 (ou HARE « HA receptor for endocytosis ») et iii) CD44, une glycoprotéine transmembranaire sur-exprimée dans de nombreux cancers . Lorsque l’AH se lie à CD44, il estclivé en deux segments de plus faible poids moléculaire par l’enzyme Hyal-2 afin d’être internalisé . Une fois dans la cellule, l’AH dégradé est pris en charge dans des endosomes puis des lysosomes où il est de nouveau digéré, par l’enzyme Hyal-1. Présent dans la MEC, l’AH joue un rôlefondamental dans la motilité, l’adhésion, la prolifération et l’inhibition de la différentiation cellulaire. L’AH participe également au développement embryonnaire, à la morphogénèse, la cicatrisation et l’inflammation . Il procure à la VM une résistance à la compression , notamment grâce à sa répartition au sein de la valve.
Des dérégulations de composants de la MEC ont été rapportées dans les valves mitrales myxoïdes, décrites section 2.1. L’homéostasie tissulaire est entretenue par les cellules qui composent la valve, décrites ci-dessous.
Composition cellulaire
Les cellules interstitielles valvulaires
Les cellules interstitielles valvulaires (CIVs) sont le type cellulaire le plus représenté au sein de la valve mitrale(environ 80%) . Ces cellules sont cruciales pour le maintien de l’homéostasie et la fonction valvulaire . Les CIVs qui dérivent de cellules progénitrices embryologiques, entretiennent l’homéostasie tissulaire, notamment grâce à la sécrétion des protéines matricielles et d’enzymes (métalloprotéinases (MMP), inhibiteurs de MMP (TIMP)) . Bien qu’elles en partagent certaines caractéristiques, les CIVs ne sont pas des cellules musculaires lisses car elles présentent une membrane basale incomplète.
Dès 1988, des études décrivaient l’existence de différentes populations de CIVsau sein de la valve mitrale . En 2007, Liu et collaborateurs décrivent trois types de CIVs dans les valves matures humaines :
– Les CIVs quiescentes (CIVs-q) : comparables à des fibroblastes, elles maintiennent la structure ainsi que la fonction des valves. Ces cellules non contractiles n’expriment pas l’actine musculaire lisse (α-sma) mais expriment la vimentine et contribuent à l’homéostasie de la MEC . Ces cellules sont considérées quiescentes mais leur activité mitotique reste inconnue dans les valves humaines in vivo. Les CIVs communiquent par le biais de jonctions adhérentes (expression de desmogléine et N-cadhérine) et de jonctions communicantes (expression de connexines-26 et -45) . Ces jonctions permettraient aux CIVs de former un réseau serré afin de répondre au stress mécanique, facilitantainsi la fonction valvulaire ; mais des études spécifiques sur ce sujet restent nécessaires. De plus, l’activité métabolique et l’organisation cellulaire au sein des couchesdes feuillets valvulaires ne sont pas bien décrites. Les CIVs-q pourraient inhiber l’angiogénèse et ainsi maintenir les valves saines avasculaires.
– Les CIVs activées (CIVs-a) : les cellules quiescentes ont la capacité de s’activer de manière transitoire afin de répondre aux conditions de stress hémodynamique et mécanique auxquelles sont soumises les valves. Les CIVs-a ont des propriétés myofibroblastiques, elles sont capables de contractilité accrue, de sécrétion et expriment des fibres de stressproéminentes . Ces CIVs-a sont caractérisées et différenciées des CIVs-q par l’expression d’α-sma . Les CIVs activées sont une population hétérogène, qui présente des morphologies, capacités de prolifération et de motilité variables dans les cultures in vitro.
L’activation des CIVs-q est stimulée dans un environnement de CEVs activées, de macrophages, des chimiokines, de facteurs de croissance ou de stimulation mécanique . Cette activation est associée à un turnover élevé de la MEC, à une prolifération et une migration augmentée, à l’expression de MMP et d’inhibiteurs tissulaires des MMPs (TIMPs) . Cette activation permet de réguler l’homéostasie tissulaire mais peut, si elle devient chronique, induire un phénotype pathologique dans la valve. Les processus et voies de signalisation principaux impliqués dans l’activation des CIVs sont présentés section 2.3.
– Les CIVs progénitrices (CIVs-p) : ces cellules souches valvulaires sont dérivées de la moelle osseuse, de la circulation et de cellules progénitrices valvulaires résidentes. Deux sous-populations ont été identifiées, les progéniteurs endothéliaux (CD133+ CD34+) et les cellules dendritiques (qui expriment la protéine de liaison au calcium S100). La colocalisation de ces cellules suggère un progéniteur commun, les cellulessouches hématopoïétiques CD34+. Les mécanismes par lesquels les CIVs-p deviennent des CIVs activées restent méconnus.
Par ailleurs, plus récemment, une étude transcriptomique de single-cell sur un pool de valves aortiques et mitrales de souris C57BL/6J saines réalisée par Hulin et collaborateurs, décrit troissous-types de CIVs dans les valves de 30 jours (Figure 6). Les trois populations de CIVs n’ont pas de rôle fonctionnel bien décrit, mais leur profil transcriptomique permet de définir des classes de CIVs :
– Les fibrosa-CIVs : ces cellules constituent environ 50% des CIVs et présentent les caractéristiques typiques de fibroblastes : elles expriment des gènes impliqués dans l’organisation de la MEC tels que la périostine et la vimentine, dans la prolifération des cellules souches et dans la régulation de la sécrétion d’interleukine-β.
– Les Tcf21-CIVs : caractérisées par l’expression des gènes du complément impliqués dans des processus de réponse, de défense, de cicatrisation et d’adhésion cellulaire, ces cellules sont localisées préférentiellement dans les régions de VM pauvres en collagène.
– Les CIVs présentatrices d’antigènes : elles expriment des gènes impliqués dans des processus antigéniques, de présentation peptidique via CMH-II et de régulation de la phosphorylation de la tyrosine.
De plus, la localisation des CIVs sur le feuillet semble déterminer un phénotype spécifique. En effet, l’étude de CIVs porcines provenant de trois zonesdifférentes de la valve démontrent un profil métabolique, d’adhésion, de maturation et de synthèse de la MEC spécifique. Les CIVs du centre du feuillet antérieur semblent stimulées par les forces de tension et la matrice collagénique qui les entoure, pour exprimer des quantités plus importantes de composants cytosquelettiques . En comparaison, les CIVs du bord libre du feuillet antérieur sont plutôt soumises aux forces de compression. Elles sont riches en protéoglycanes et moins rigides , ce qui correspondrait à une expression plus faible des marqueurs cytosquelettiques.
Valvulogénèse mitrale
La valvulogénèse est un processus complexe qui apparaît conjointement à des variations de morphologie cardiaque et hémodynamiques . Les études pionnières de Markwald et collaborateurs des 30 dernières années ont permis d’élucider les processus de formation des valves . Lors de la formation des coussins endocardiques, à la jonction entre le canal atrioventriculaire et le tractus d’éjection, une partie des cellules myocardiques sécrètent des facteurs d’activation de l’endocarde (TGFβ2,3 ; BMP-2,4 ; VEGF) . Les cellules endocardiques ainsi stimulées expriment alors les récepteurs et effecteurs de signalisation Vefg-R, Notch1 et β-caténine . Les cellules endocardiques adjacentes aux coussins transitent vers un profil de cellules mésenchymateuses et migrent dans la gelée cardiaque : c’est la transition endothéliomésenchymateuse (EMT)(Figure 7) . Afin de former les deux valves atrio-ventriculaires, les protrusions myocardiques se forment des côtés latéraux droit et gauche du bourgeon endocardique du canal atrio-ventriculaire . Par ailleurs, les valves semi-lunaires proviennent du tractus d’éjection et non du canal atrio ventriculaire . L’EMT apparaît à E9.5 chez la souris et des études ont démontré que les cellules endocardiques activées acquièrent des marqueurs d’adhésion (intégrines) et de mésenchyme (α-sma) et perdent leurs marqueurs de jonctions cellulaires épithéliales tels que PECAM1. Conjointement à leur migration et leur transition, les cellules digèrent l’acide hyaluronique de la gelée cardiaque, alors remplacée par une matrice plus dense composée de collagènes I, II, III, de versican et d’autres protéoglycanes . L’expansion de cette population mésenchymateuse et l’augmentation du contenu matriciel forment les structures valvulaires qui maintiennent le passage unidirectionnel du sang dans l’embryon.
Les cellules endocardiques ne sont pas les seules à être impliquées dans le processus d’invasion, des cellules de la crête neurale migrent également dans la gelée cardiaque , et les cellules immunitaires sont indispensables dans le processus de valvulogénèse (détaillé section 1.4.5).
Diagnostic
Le diagnostic est réalisé suivant les guides de pratique de la prise en charge des pathologies valvulaires, publiés par la Société Européenne de Cardiologie (ESC) et l’Association Américaine de Cardiologie (AHA) . L’échocardiographie est l’imagerie de choix pour diagnostiquer, grader et suivre le PVM. Une approche intégrative est recommandée, basée sur des critères de régurgitation qualitatifs, semi-quantitatifs et quantitatifs. La morphologie de la valve, les critères de sévérité de l’IM, i.e. l’aire de l’orifice régurgitant, le volume régurgitant, la fraction régurgitante, la vena contracta (la portion la plus étroite du jet régurgitant qui se trouve à l’orifice ou juste en aval de celui-ci) ainsi que les paramètres de statut ventriculaire gauche sont mesurés en routine par échocardiographie transthoracique . Les critères quantitatifs et la classification de l’atteinte valvulaire permettent de déterminer le type de prise en charge nécessaire . Actuellement, l’échocardiographie transoesophagienne (ETO) est la technique qui permet la meilleure inspection de la valve, facilitant les prises de décision des équipes hospitalières en vue d’une intervention.
Depuis quelques années, l’ETO en trois dimensions est utilisée, car elle permet notamment une localisation et quantification fiable et précise du prolapsus et du volume régurgitant.
Comparativement à l’ETO en 2D et comme l’ETO en 3D, l’imagerie par résonancemagnétique (IRM) a fait ses preuves quant à sa valeur ajoutée et sa complémentarité vis à vis de l’échocardiographie , notamment dans l’évaluation des volumes du VG, de l’OG et de la fibrose myocardique, pouvant être associée aux arythmies ventriculaires et au syndrome de mort subite dans cette population .L’échocardiographie à l’effort est utilisée chez les patients qui présentent une symptomatologie discordante de leur grade d’insuffisance mitrale au repos.
Traitement et suivi
Actuellement, les thérapies médicales disponibles ciblent uniquement la symptomatologie. Les patients peuvent être traités par nitrates ou diurétiques pour réduire les pressions de remplissage, ou encore par nitroprussiate de sodium, un vasodilatateur pourvoyeur de NO dans les cellules vasculaire pour réduire la précharge et la fraction régurgitante . Un suivi par ETT est réalisé chez les patients diagnostiqués avec une IM afin de détecter les évolutions de la valvulopathie.
Les patients asymptomatiques avec une IM sévère sont sous surveillance par ETT tousles 6 à 12 mois afin de déterminer le timing optimal pour l’intervention . La mesure de biomarqueurs tels que le BNP (« Brain Natriuretic Peptide »), la mesure en échocardiographie du « strain » longitudinal, la capacité d’exercice et les pressions ventriculaires droites sont des facteurs pronostics importants, dont l’évaluation est nécessaire pour tout suivi de patient ainsi que pour guider l’intervention . Lorsque le patient est symptomatique et présente une dysfonction valvulaire mitrale sévère, une opération rapide est nécessaire pour prévenir le remodelagedu VG, source d’une importante morbi-mortalité
Ainsi des interventions chirurgicales de réparation ou de remplacement, ou des opérations non chirurgicales par approche percutanée sont possibles (selon les recommandations internationales, Figure 15).
Cellules immunitaires
Des cellules hématopoïétiques CD45+ ont été détectées dans les VM myxoïdes chez l’Homme , le mouton et les souris alors que la pathologie était considérée comme «noninflammatoire » durant des années . La conservation inter-espèces du recrutement de leucocytes suggère l’importance de ce processus dans la physiopathologie. Dans la DMV, la nature des différentes populations immunitaires et leur rôle spécifique ne sont pas encore élucidés mais l’intérêt pour le sujet est grandissant. L’étude la plus récente, réalisée par Kim et collaborateurs sur des valves de patients, des souris et des cochons développant un syndrome de Marfan, démontre le rôle prépondérant des macrophages dérivés de monocytes et de l’environnement pro-inflammatoire associé, dans le développement de la DVM myxoïde . Les macrophages dérivés de monocytes, positifs pour le récepteur à chimiokine de type 2 (CCR2 + ) identifiés dans les VM dans cette étude sont localisés dans les régions de remodelage de la MEC. Un autre type de macrophages, dits « résidents », négatifs pour le marqueur CCR2 et positifs pour le marqueur CD206, sont localisés du côté du flux dans la région sous-endothéliale le long de la VM.De plus, la déficience en récepteur à chimiokine de type 2 (CCR2) est protecteur contre la progression de la pathologie : les VM des animaux qui développent un syndrome de Marfan sans CCR2 étaient peu épaisses et leur MEC était préservée. Par ailleurs, l’étude transcriptomique sur souris, Hommes et chiens démontre une augmentation de la réponse inflammatoire dans lesVM pathologiques, suggérant une implication de l’activité immunitaire dans la progression de lapathologie. L’activation et le recrutement des cellules immunitaires dans la DVM pourraient être liésau remodelage et à l’accumulation de composants de la MEC, notamment de l’acide hyaluronique et du versicane connus pour leurs rôles dans le chimiotactisme et l’attraction des cellules circulantes du système immunitaire . Cependant, des études supplémentaires sont nécessaires afin de déceler précisément les mécanismes reliant les cellules immunitaires à la DVM.
Dans la sténose aortique par exemple, la différenciation des CIVs peut être dirigéepar des stimuli inflammatoires provenant de différents types cellulaires immunitaires tels que les macrophages, cellules dendritiques, lymphocytes et mastocytes . La communication entre ces cellules et les CIVs joue un rôle important dans la physiopathologie de la sténose aortique . L’utilisation clinique de médicaments anti-inflammatoires reste risquée due au caractère pantissulaire de ces mécanismes. Néanmoins, des inhibiteurs spécifiques de CCR2 sont actuellement en phase d’essai clinique dans différentes pathologies et pourraient être testés en recherche pour prévenir ou ralentir la progression de la DVM . Ainsi, il est nécessaire de continuer les recherches sur les mécanismes moléculaires sous-jacents impliqués dans la DVM.
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Table des matières
REMERCIEMENTS
TABLE DESMATIERES
ABRÉVIATIONS
TABLE DESILLUSTRATIONS ET TABLEAUX
AVANT-PROPOS
INTRODUCTION
CHAPITRE 1 :PHYSIOLOGIE DE LA VALVE MITRALE
1.1 L’appareil valvulaire mitral
1.2 Fonction de la valve mitrale
1.3 Structure de la valve mitrale
1.3.1 Composition matricielle
1.3.2 Composition cellulaire
1.4 Embryogénèse et maturation valvulaire
1.4.1 Embryogénèse
1.4.2 Valvulogénèse mitrale
1.4.3 Régulation de l’EMT
1.4.4 Maturation
1.4.5 Cellules immunitaires dans le développement valvulaire
CHAPITRE 2 :PHYSIOPATHOLOGIEDELADYSTROPHIEVALVULAIRE MITRALE
2.1 Présentation clinique de la DVM
2.1.1 Epidémiologie
2.1.2 Etiologie
2.1.3 Diagnostic
2.2 Bases génétiques de la dystrophie valvulaire mitrale
2.2.1 DVM syndromiques
2.2.2 DVM non syndromique
2.3 Mécanismes physiopathologiques impliqués dans les valvulopathies
2.3.1 TGF-β
2.3.2 Sérotonine
2.3.3 Cils
2.3.4 L’EMT
2.3.5 Cellules immunitaires
2.3.6 Mécanobiologie et Relations entre les différentes voies
2.4 Physiopathologie du prolapsus valvulaire mitral lié à la Filamine-A
2.4.1 Présentation clinique du PVM lié à la Filamine-A
2.4.2 La Filamine-A
2.4.3 Mécanismes et modèles animaux du PVM lié à la Filamine-A
CHAPITRE3 :HYPOTHESESETOBJECTIFS
CHAPITRE4 : PAPIER1 – CARACTERISATIONPHENOTYPIQUE ET MOLECULAIRE DU MODELE DE RAT KI FLNA-P637Q
4.1 Introduction
4.2 Manuscrit : Multimodality imaging and transcriptomics to phenotype mitral valve dystrophy in a unique knock-in Filamin-A rat model
CHAPITRE5 :PAPIER2 – IMPLICATIONDESCELLULESIMMUNITAIRES DANS LEPROCESSUSDE DEVELOPPEMENTDELA DYSTROPHIE VALVULAIRE MITRALE
5.1 Introduction
5.2 Manuscrit
CHAPITRE 6 :ETUDE COMPLEMENTAIRE – IDENTIFICATIONDES MARQUEURSMOLECULAIRES DES CIVS, CEVS ET CELLULESMYELOÏDES
6.1 Matériel et Méthodes
6.1.1 Tri cellulaire
6.1.2 Reverse transcription et qPCR
6.2 Résultats
6.3 Conclusion
CHAPITRE7 :ETUDE COMPLEMENTAIRE – DEPLETIONDESCELLULES MYELOÏDESPARINJECTIONS DE LIPOSOMES-CLODRONATE –
7.1 Matériel et Méthodes
7.1.1 Déplétion des macrophages
7.1.2 Suivi de la DVM
7.2 Résultats
7.2.1 Développement des animaux
7.2.2 Efficacité de la déplétion
7.2.3 Caractérisation du phénotype cardiaque et mitral
7.3 Conclusion
CHAPITRE8 : DISCUSSIONGENERALE
8.1 Avantages et inconvénients d’un modèle de rat
8.2 Mécanismes impliqués dans la DVM
8.3 Implication des cellules immunitaires dans la DVM
8.4 Perspectives BIBLIOGRAPHIE
