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La fixation et la pénétration des virus dans la cellule hôte
L’étape de fixation est initiée par la glycoprotéine HN. Cette glycoprotéine s’attache au récepteur sur la surface cellulaire et active le clivage de la protéine F et la fusion avec la cellule cible. Cette dernière conduit par la suite à la libération du complexe ribonucléoprotéine RNP dans le cytosol (28, 29).
La transcription et la réplication virale
La transcription et la réplication virale se déroulent dans le cytoplasme de la cellule hôte. Elle permet au génome virale de s’exprimer en synthétisant le génome intracellulaire, et en produisant de l’ARN ainsi que les protéines viraux (30).
Encapsidation, assemblage et bourgeonnement
Pendant la réplication, l’ARN viral (ARNv) est encapsidé par les nucléoprotéines N, P et L pour former le complexe ribonucléoprotéine RNP. Ce complexe est ensuite présenté au niveau de la protéine matrice M sur laface interne de la membrane plasmique où sont dressé les protéines HN et F (3133)-. Les forces d’interaction entre les protéines virales induisent la courbure et l’évagination de la membrane cytoplasmique de la cellule hôte et le début de bourgeonnement. Pendant le processus de bourgeonnement une partie de cytosquelette de la cellule est incluse avec les glycoprotéines HN et F (31).
Variant avec les virus à ARN
Le virus de la maladie de Newcastle est un virus à ARN monocaténaire et de polarité négative. Contrairement à ce qui se passedans les virus à ARN (+), où l’ARN génomique (ARNv) est utilisé comme ARN messager (ARNm), les virus à ARN (-) effectuent la synthèse de l’ARNm grâce à leurs propres polymérases (ARN dépendant-ARN polymérase). La transcription en ARNm commencepar la transcription de l’ARN-en ARN+ correspondant à l’ARNm. La traduction se r éalise à partir de l’ARNm nouvellement synthétisé. L’enzyme ARN dépendant ARNpolymérase présente une lacune. Elle ne dispose pas de la capacité de réparation lors des erreurs pendant la transcription. Par conséquent, des mutations peuvent être observées (34).
Diagnostic épidémio-clinique
La MN se détermine par des affections apparaissant en toute saison sur les volailles de tous âges avec un taux de mortalité très élevé de 90 à 100%. Le diagnostic repose sur la présence de signes respiratoires (dyspnée, râle, éternuement, écoulement séreux aux narines), de signes digestifs (diarrhée,manque d’appétit), de signes nerveux (crises d’épilepsie, torticolis, paralysie des pattes et des ailes). Après la constatation de ces symptômes, l’autopsie est nécessaire pour confirmer la maladie (61).
Diagnostic différentiel
Ces signes cliniques et lésionnels ne sont pas caractéristiques de la maladie de Newcastle. Il est donc essentiel de procéder au diagnostic différentiel.
La MN doit être distinguée de l’influenza aviaire ou( peste aviaire vraie), causés par l’ Orthomyxovirus responsable de signes respiratoires moins intenses et moins fréquents que la MN. Il n’y a pas d’immunité croisée entre le VMN et le virus de la peste aviaire vraie.
La MN doit être différenciée des maladies à alluresepticémique comme la pasteurellose (choléra aviaire) et de la maladie deGumboro.
Le choléra aviaire est dû à Pasteurella multocida. Cette maladie ne présente pas des signes nerveux. L’isolement de la bactérie peut lever cette confusion.
La maladie de Gumboro est une maladie immunodépressive. L’agent causatif est le Birnavirus nommé IBDV (Infectious Bursal Disease Virus). Cette maladie touche principalement les jeunes de 3 à 6 semaines surtout chez les poulets de chairs. Dans la maladie de Gumboro les mortalités sont moins importantes que dans la MN. Les signes respiratoires et nerveux sont absents.
La MN doit être distinguée de la Bronchite infectieuse et la Laryngothrachéite infectieuse étant des maladies respiratoires.
La maladie de Newcastle doit également être distinguée des maladies nerveuses comme la maladie de Marek, l’encéphalomyelite et ’encéphalomalacie
Diagnostic nécropsique
Les lésions de la MN peuvent être trouvées sur plusieurs organes de l’oiseau infecté. Au niveau du ventricule succenturié, des ésionsl hémorragiques sous forme de pétéchie sur la muqueuse peuvent être observés. Ceslésions sont caractéristiques de la maladie. Sous la cuticule du gésier des lésions hémorragiques peuvent être rencontrées. Le tube digestif peut également être siège de piquetés hémorragiques surtout au niveau de l’intestin et la bifurcation du caecum. Au niveau de l’appareil respiratoire, une trachéite hémorragique, des fausses membranes au niveau du larynx, de la trachée et les fosses nasales ainsi que des ulcérations du larynx et de la trachée peuvent être notées. Les ovaires avec leurs follicules peuvent être hémorragiques et congestionnés.
Diagnostic de laboratoire
L’ensemble des donnés obtenu à partir de diagnostics cliniques ne suffit pas au diagnostic de la MN. L’examen au laboratoire permet de confirmer le diagnostic différentiel. La procédure de diagnostic de laboratoire de la MN repose sur trois analyses différentes en utilisant les prélèvementsd’organe (trachée, poumons, sacs aériens, rate, cerveau, foie, cœur) et de sang vena nt de volailles mortes et ou d’écouvillonnage pour les volailles vivants.
Identification de l’agent pathogène
Lors de mortalité massive dans un élevage, des prélèvements sont à effectuer sur des oiseaux moribonds, ou sacrifiés ou morts (61).
Chez les animaux morts, les prélèvements sont constitués par des écouvillonnages trachéaux et cloacaux, des tissus pulmonaires, lesreins, l’intestin et son contenu, la rate, le cerveau, le foie et le cœur. Ces prélèvements peuvent être groupés ou séparés.
L’intestin et son contenu doivent être entreposés éparéments.
Chez les oiseaux malades, il faut faire de l’écouvillonnage cloacal et trachéal.
Pour les oiseaux petits et fragiles, il s’agit de prélever des matières fécales.
Ces prélèvements doivent être faits le plus tôt possible et traités avec de l’antibiotique mis dans une solution physiologique isotonique. Ils sont par la suite mis en conservation à 4°C pendant au maximum 4jours.
L’identification se fait par inoculation dans la cavité allantoïde d’œufs embryonnés Exempt d’Organisme Pathogène Spécifique,âgés de 9 à 11 jours, de prélèvements ou d’écouvillonnages de cloaque et detrachée de volaille vivante. Les œufs inoculés sont incubés pendant 7 jours max à un e température de 35 à 37°C. La liquide allantoïde des œufs morts ou tués est ensui te testée en présence de globules rouges à 1% afin de rechercher la présence d’hémagglutinine. Si la réaction est positive il faut identifier l’agent hémagglutinant par le biais de l’hémagglutination. Cette dernière permet d’identifier la présence de bactéries ou d’Orthomyxovirus.
Test sérologique
Pour la sérologie, les techniques les plus utilisée dans l’identification de la maladie de Newcastle sont le test de l‘inhibition de l’hémagglutination et le test Enzymed Linked ImmunoSorbent Assay ou ELISA (61).
Analyse moléculaire
Du point de vue moléculaire le Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction ou transcriptase inverse de Réaction de Polyméraseen Chaine (RT-PCR) est la plus utilisée. Elle se base sur l’amplification d’un brin d’ADNc (Adénosine desoxyribonucléique complémentaire) obtenu après latranscription inverse du génome viral (ARN).
Système immunitaire des oiseaux
Le système immunitaire des oiseaux se distingue de celui des mammifères par la présence de la bourse de Fabricius et l’absence des nœuds lymphatiques individualisés. Cependant, les mécanismes de bases impliqués dans al réponse immunitaire restent le même (62).
Organe de l’immunité
Il est divisé en trois parties : l’organe lymphoïde primaire, l’organe lymphoïde secondaire et l’organe lymphoïdes tertiaire.
i) L’organe lymphoïde primaire ou central est composé par le thymus et la bourse de Fabricius. C’est le lieu de différentiation et de production des lymphocytes.
ii) Les organes lymphoïdes secondaires ou périphériques persistent pendant toute la vie des oiseaux. Ils sont composés par la rate, les nodules lymphatiques, la moelle osseuse et les tissus lymphoïdes diffus comme le « HALT » (Head associated lymphoïde tissue) ou tissus lymphoïdes de la tête, le « GALT » Gut( associated lymphoïdes tissue) ou tissus lymphoïdes du tube digestif, et le « BALT » (Bronchus-associated lymphoid tissue) ou tissus lymphoïdes des poumons. Les cellules de l’immunité sont stockées dans les organes lymphoïdes secondaires. Suite à une stimulation antigénique, elles sont transportées par le sang vers le foyer d’infection où elles vont réagir avec les antigènes pour les éliminer.
iii) Les organes lymphoïdes tertiaires sont composés des tissus et organes situés dans les lieux où se trouvent la réponse immunitaire. Dans les conditions physiologiques, ils ne contiennent que peu de cellules lymphoïdes. Lors de la présence des agents pathogènes, ils en importent beaucoup. Ils comprennent : la peau, le système respiratoire, le tube digestif – voir tissu lymphoïde associé aux muqueuses, le tractus génital.
Il y a deux types de cellules souches d’immunité chez les oiseaux. Ce sont les cellules lymphoïdes et les cellules souches myéloïdes. Les cellules lymphoïdes sont à l’origine des souches de lymphocyte (T et B). Elles assurent les réactions immunitaires spécifiques à médiation cellulaire et humorale. Lescellules souches myéloïdes sont à l’origine des cellules phagocytaires. Ces dernières sont responsables des réactions immunitaires non spécifiques(62).
Antigène d’histocompatibilité (complexe majeur d’histocompatibilité)
L’antigène d’histocompatibilité ou complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) est l’antigène qui se trouve au niveau des génomesdes animaux. Les produits codés par cet antigène sont impliqués dans le phénomène de connaissancere de soi et dans le rejet de la greffe. Ils fonctionnent également comme des signaux contre les lymphocytes et les cellules présentatrice d’antigène. Ces CMH comprennent deux classes, le CMH de classe I et le CMH de classe II. Le premier est porté par toutes les cellules nucléées de l’organisme. Il est impliqué dans le phénomène deejetr de greffe. Tandis que le CMH II est porté par les macrophages, les cellules dendritiques, les cellules épithéliales, les lymphocytes T stimulés et les lymphocytes B. Le CMHII permet la coopération des cellules dans le processus de l’initiation de la réponse immunitaire.
Système de complément
C’est l’ensemble des protéines du système immunitaire. Il comprend une trentaine de protéines plasmatiques. Ces dernières sont divisées en protéines solubles et en protéines membranaires. Elles sont synthétisées auniveau du foie, cellules intestinales, macrophages et monocytes. Ce système est actif pendant la réponse immunitaire innée. Ce processus d’activation se fait en cascade. Les rôles du système de complément est d’activer la réponse inflammatoire, de faciliter la phagocytose et la destruction des cellules cibles. Chez les oiseaux ces facteurs sériques sont actifs dès l’incubation. Pourtant beaucoup d’études sont encore à faire pour compléter les connaissances sur le système du complément chez les oiseaux.
Immunoglobulines des oiseaux
Les immunoglobulines (Ig) ou les anticorps sont secrétés par les lymphocytes B par l’intermédiaire des plasmocytes. Ils sont initiés par ses antigènes correspondants. Ils sont classés en trois : les IgY , IgM et l’Ig A (63).
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Table des matières
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I. La Maladie de Newcastle
I.1. Définition et synonymie
I.2. Etiologie
I.3. Base moléculaire du pouvoir pathogène
I.4. Historique de la maladie
I.5. Structure du virus de l’APMV-1
I.6. Cycle de multiplication du virus de la maladie de Newcastle
I.6.1. La fixation et la pénétration des virus dans la cellule hôte
I.6.2. La transcription et la réplication virale
I.6.3. Encapsidation, assemblage et bourgeonnement
I.7. Variant avec les virus à ARN
I.8. Epidémiologie de la maladie
I.8.1. Les hôtes
I.8.2. Pouvoir antigène et immunogène
I.8.3. Introduction et transmission de la maladie
I.8.3.1. Transmission entre les oiseaux
I.8.3.2. Mouvement des oiseaux
I.8.3.3. Mouvement des viandes de poulet
I.9. Symptômes
I.10.Lésions
I.10.1.Lésions macroscopiques
I.10.2.Lésions microscopiques
I.11.Diagnostic
I.11.1.Diagnostic épidémio-clinique
I.11.2.Diagnostic différentiel
I.11.3.Diagnostic nécropsique
I.11.4.Diagnostic de laboratoire
I.11.4.1. Identification de l’agent pathogène
I.11.4.2. Test sérologique
I.11.4.3. Analyse moléculaire
II.Système immunitaire des oiseaux
II.1. Organe de l’immunité
II.2. Antigène d’histocompatibilité (complexe majeur d’histocompatibilité)
II.3. Système de complément
II.4. Immunoglobulines des oiseaux
II.5. Les différents types d’immunité chez les oiseaux
II.6. Mémoire immunitaire
III.La vaccination
III.1.Principe de vaccination et le vaccin
III.2.Les différents types de vaccins utilisés contre la MN
III.2.1.Les vaccins vivants
III.2.2.Les vaccins inactivés
III.2.3.Les vaccins recombinants
III.2.4.Les complexes immunostimulants
III.2.5.Les vaccins et les souches vaccinales les plus utilisés à Madagascar
DEUXIEME PARTIE : METHODOLOGIE ET RESULTATS
I. Matériel et méthode
I.1.Site d’étude
I.1.1.FOFIFA-DRZV
I.1.2.IMVAVET
I.2.Matériel
I.2.1.Animaux d’expérimentation
I.2.2.Bâtiment de l’expérience
I.2.3.Mesures de sécurité
I.2.4.Virus d’épreuve
I.2.5.Vaccins et souches vaccinales
I.2.6.Sérums
I.2.6.1.Prélèvement de sang
I.2.6.2.Préparation de sérum
I.3.Sérologie
I.3.1.Test de l’hémagglutination et test de l’inhibition de l’hémagglutination
I.3.1.1.Principe du test IHA
I.3.1.2.Préparation des réactifs
I.3.1.2.1.Préparation et dilution des hématies
I.3.1.2.1.1 Lavage des globules rouges
I.3.1.2.1.2.Dilution des hématies
I.3.1.3.Détermination d’unité hémagglutinante par le test HA
I.3.1.3.1. Déroulement du test de l’hémagglutination
I.3.1.3.2. Déroulement du test de l’inhibition de l’hémagglutination (annexe 3)
I.3.1.4. Lecture du titre en anticorps
I.3.1.5. Interprétation du titre de l’inhibition de l’hémagglutination
I.3.2.Test ELISA
I.3.2.1.Définition
I.3.2.2.Principe du test ELISA de compétition
I.3.2.3.Mode opératoire
I.3.2.4.Détermination du pourcentage de compétition
I.3.2.5.Validation et interprétation
I.4.Déroulement du test in vivo
I.4.1.Test de pathogénicité de souche MG -1992
I.4.1.1.Principe
I.4.1.2.Schéma expérimental du test et traitement des données
I.4.2.Epreuve de virulence des vaccins
I.4.2.1.Principe du test de l’efficacité de vaccin
I.4.2.2.Immunisation des poulets
I.4.2.3.Suivie sérologique
I.4.2.4.Epreuve de virulence
I.4.2.5.Analyse de protection vaccinale
I.4.2.6. Corrélation entre le test IHA et le test ELISA pour la détection de l’anticorps anti MN
I.5.Déclaration d’éthique
II.RESULTATS
II.1.Létalité de la souche MG-1992
II.2.Cinétique des anticorps des poulets vaccinés
II.3.Protection des poulets vaccinés contre le virus MG-1992
II.4.Corrélation du test de l’Inhibition de l’Hémagglutination et du test ELISA
TROISIEME PARTIE: DISCUSSION ET RECOMMANDATIONS
I. DISCUSSION
II.RECOMMANDATIONS
PERSPECTIVES
BIBLIOGRAPHIE
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