ANTIBIOGRAMME ET PROFILS DE RESISTANCE BACTERIENNE AUX ANTIBIOTIQUES

Céphalosporines

       Elles sont classées par génération et en fonction de leur spectre d’action antibactérien. Le noyau bêta-lactame est associé à un cycle déhydrothiazone.
 Céphalosporines de première génération : Elles présentent un spectre antibactérien commun à celui des pénicillines M et A et sont surtout utilisées contre les cocci à Gram positif, à l’exception des entérocoques et de certains staphylocoques résistants [7].
Exemple : Céfalotine, Céfazoline, Céfadroxyl.
 Céphalosporines de deuxième génération : Le spectre identique à celui de la première génération comprend Staphylococcus aureus, Bacillus anthracis, les entérobactéries et les anaérobies. Elles possèdent une remarquable stabilité vis-à-vis des bêta-lactamases. Exemple : Céfuroxime, Céfamandol [6].
 Céphalosporines de troisième génération : Elles ont un large spectre qui s’étend aux entérobactéries, aux Pseudomonas ainsi qu’aux anaérobies et sont très stables vis-à-vis des bêta-lactamases. Leur activité sur les bactéries à Gram positif est variable et elles n’agissent ni sur les staphylocoques résistants à la méticilline ni sur les entérocoques. C’est le cas du Céfotaxime, du Céftriaxone et de la Ceftazidime [15].
 Céphalosporines de quatrième génération : Ce sont des molécules caractérisées par la présence d’un ammonium quaternaire en position 9. Elles pourraient remplacer les céphalosporines de 3ème génération pour le traitement des infections à germes résistants. Elles possèdent un spectre large, leur activité est améliorée sur les germes à Gram positif et sont plus stables face aux bêta-lactamases. Le Cefpirome et la Céfépixime peuvent être cités [28].
 Céphamycines : Elles sont souvent rattachées aux céphalosporines de deuxième génération dont elles présentent le même spectre élargi qui est étendu aux anaérobies stricts (Bacteroides fragilis).
Exemple : Céfoxitine, Cefotetan [26].

Diminution de la perméabilité membranaire

       La baisse de la perméabilité membranaire est un mécanisme rencontré essentiellement chez les bactéries à Gram négatif qui possèdent une membrane externe. Des modifications affectant la quantité ou la qualité des porines transmembranaires peuvent réduire la concentration de l’antibiotique au niveau de son site d’action. Les porines fonctionnent comme des « tamis moléculaires » capables de réduire la concentration de l’antibiotique au niveau de son site d’action. La résistance bactérienne par des altérations de la membrane plasmique est plus rare [1].

Résistance aux macrolides et apparentés

       La résistance aux macrolides et apparentés est consécutive à une altération (déméthylation) de la cible (sous-unité 50S de l’ARN 23S ribosomal), à une diminution de l’accumulation intracellulaire de l’antibiotique par imperméabilité ou par efflux augmenté et enfin à une inactivation enzymatique par des estérases, acétylases, hydrolases et nucléotidases. Elle est de faible fréquence et n’est pas croisée entre les antibiotiques non apparentés chimiquement. L’érythromycine, la lincomycine et la pristinamycine sont utilisées pour déterminer trois profils de sensibilité chez les staphylocoques (souches sauvages, souches résistantes à l’érythromycine et considérées comme sensibles aux deux autres antibiotiques et enfin souches résistantes à l’érythromycine et à la lincomycine, mais sensibles à la pristinamycine). Chez les streptocoques, la résistance est croisée pour les trois antibiotiques [26].

Concentration minimale inhibitrice (CMI)

       La CMI d’un antibiotique est définie comme la plus faible concentration d’antibiotiques capable d’inhiber en 18h, la croissance in vitro des bactéries [28]. Elle est déterminée à l’aide des techniques de diffusion ou de dilution de l’antibiotique. En milieu liquide la CMI est la concentration en antibiotique la plus faible pour laquelle il n’y a pas de croissance visible. En fait, elle est comprise entre le tube correspondant à cette définition et le premier tube dans lequel une croissance est observée. Une souche est dite « Sensible » lorsque la CMI est inférieure à la concentration sanguine obtenue après administration d’une dose utilisable en thérapeutique, « Résistante » lorsque la CMI de l’antibiotique est trop élevée pour être atteinte in vitro sans utiliser des doses toxiques, « Intermédiaire » lorsque les micro-organismes ne peuvent pas être atteints par une antibiothérapie standard. Dans ce cas, la souche peut éventuellement être atteinte en augmentant la dose, en apportant l’antibiotique localement, grâce à une concentration élective élevée au siège de l’infection ou en réalisant une association synergique avec un autre antibiotique.

Enquête sur les phénotypes de résistance bactérienne

       Les germes qui n’ont pas été isolés de prélèvements effectués entre le 1er janvier et le 31 décembre 2012 ainsi que ceux dont l’identification n’a pas été complète, de même que ceux qui n’ont pas fait l’objet d’antibiogrammes, ont été écartés. Une espèce bactérienne isolée d’un même site ou de deux sites de prélèvements différents, chez un même individu, au cours de la même période, n’a été considérée qu’une seule fois, correspondant au premier moment où elle a été isolée et testée, pour éviter les doublons.

Bactéries isolées

      L’enquête que nous avons menée entre le 26 juin et le 14 septembre 2013, nous a permis de collecter les données concernant 634 souches bactériennes isolées dans cinq laboratoires de biologie médicale du Sénégal dont deux situés dans le Sud [CHR Ziguinchor (197), CHR Kolda (179)], un à l’Est [CHR Tambacounda (155)] et deux dans le Centre Ouest du pays [CHR Kaolack (93) et LR Fatick (10)]. La répartition des souches par genre et par région montre que les entérobactéries et les staphylocoques sont prédominants. L’échantillon est principalement constitué de 67,5% d’Entérobactéries (avec prédominance de Escherichia coli 61%), de 23,8% de Staphylocoques, de 5,2% de bacilles à Gram négatif non fermentaire (BGNNF) et de 2,8% de Streptocoques. Les autres genres représentent 1% et sont constitués de Neisseria, Haemophilus et Enterocoques. Les souches ont été isolées de produits pathologiques très variés dont les urines, prélèvements vaginaux, pus, sang, selles, LCR etc. Les Entérobactéries (Enterobacteriaceae) sont des bacilles Gram négatifs constituant l’une des plus importantes familles de bactéries. Elles regroupent de nombreux genres (Escherichia, Klebsiella, Enterobacter, Shigella, Serratia, Citrobacter, Proteus etc.). Cette famille réunit des bactéries commensales qui résident principalement au niveau du tube digestif. E. coli représente à lui seul la plus grande partie de la flore bactérienne aérobie de l’intestin (espèce aérobie dominante) à raison de 108 par gramme de fèces. Certaines Entérobactéries sont pathogènes strictes (ex : Salmonella Typhi ou Shigella dysenteriae). D’autres sont, à l’hôpital, responsables d’infections opportunistes chez des patients souvent fragilisés. Dans l’étude, E. coli (61% parmi les entérobactéries) est responsable de la plupart des infections bactériennes. Les Staphylocoques sont des Cocci à Gram positif classiquement disposés en amas. Dans notre enquête, on distingue 4 espèces dont Staphylococcus aureus, Staphylococcus saprophyticus, Staphylococcus spp et Staphylococcus à coagulase négatif représentant 23,8% des souches collectées. L’identification des espèces de Staphylocoques n’est pas bien maitrisée dans la mesure où l’espèce Staphylococcus aureus se distingue généralement des autres staphylocoques appelés staphylocoques à coagulase négative (SCN) par la présence d’une coagulase donc Staphylococcus spp et Staphylococcus saprophyticus appartiennent aux SCN. Cela montre la nécessité d’une meilleure différenciation des différentes espèces de staphylocoques. Staphylococcus aureus est un germe fréquemment retrouvé dans les CHR de Tambacounda (53 souches/155) et de Ziguinchor (50 souches/197). Les autres genres de bactéries isolés (BGNNF, Streptocoques, Neisseria, Haemophilus et Enterocoques) constituent une proportion faible par rapport à l’échantillon mais néanmoins ils ont été représentatifs avec un pourcentage de 8%. La répartition des souches dans notre étude montre que le laboratoire du CHR de Tambacounda au cours de l’année 2012 a enregistré 155 souches réparties en plusieurs genres. Les entérobactéries ont été les plus fréquentes avec 57,42% suivi des staphylocoques avec 34,20%. D’autres genres ont été identifiés et isolés comme les BGNNF, les Entérocoques, les Streptocoques et le genre Neisseria qui ont une fréquence de 8,38%. Au CHR de Kaolack et au LR de Fatick nous avons collecté 103 souches dont 10 souches au LR de Fatick. Ce faible taux observé à Fatick est causé par les travaux de réfection effectués dans le laboratoire. Parallèlement au CHR de Ziguinchor nous avons collectés le plus grand nombre de souches bactériennes (197) par rapport aux autres laboratoires inclus dans notre zone d’enquête. Ces bactéries sont constituées principalement des entérobactéries (66,5%), des staphylocoques (25,4%), des streptocoques (5,1%) et des BGNNF (2,5%). Dans la même période au CHR de Kolda, le nombre de bactéries qui a été isolé et identifié est de 179 souches réparties en plusieurs genres. Les entérobactéries représentent 68,15%, taux plus élevés par rapport aux autres laboratoires, suivi des staphylocoques 22,35% et BGNNF 8,9%. Cette étude réalisé à Tambacounda, Kaolack, Fatick, Ziguinchor et Kolda a permis d’avoir une idée sur les principales bactéries impliquées dans les infections d’où l’importance d’une sensibilisation du personnel médical sur les infections bactériennes pour une meilleure prise en charge des patients mais aussi d’éviter la diffusion des résistances et des bactéries multirésistantes.

Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : RAPPELS BIBLIOGRAPHIQUES
CHAPITRE I : GENERALITES SUR LES ANTIBIOTIQUES
I.1. Définition
I.2. Classification
I.2.1. Bêta-lactamines
I.2.2. Aminosides
I.2.3. Macrolides et apparentés [49]
I.2.4. Phénicolés
I.2.5. Quinolones [45]
I.2.6. Cyclines
I.2.7. Sulfamides et associés
I.2.8. Antibiotiques de synthèse
I.2.9. Nitro-imidazolés
I.2.10. Rifamycines
I.2.11. Autres antibiotiques
I.3. Mécanismes d’action des antibiotiques
I.3.1. Bêta-lactamines
I.3.2. Aminosides
I.3.3. Phénicolés
I.3.4. Quinolones
I.3.5. Cotrimoxazole
I.3.6. Interaction entre antibiotiques
I.4. Résistance des bactéries aux antibiotiques
I.4.1. Notion de résistance
I.4.2. Types de résistance
I.4.3. Support génétique de la résistance bactérienne
I.4.4. Mécanismes biochimiques de la résistance bactérienne
I.4.5. Résistance acquise par familles d’antibiotiques
I.5. Etude de la résistance bactérienne aux antibiotiques
I.5.1. Antibiogramme
I.5.2. Méthodes utilisées pour l’antibiogramme
I.5.3. Détection des phénotypes de résistances acquises
I.6. Concentration minimale inhibitrice (CMI)
I.7. Concentration minimale bactéricide (CMB)
CHAPITRE II : LECTURE INTERPRETATIVE DE L’ANTIBIOGRAMME 
II.1. Interprétation de l’antibiogramme des entérobactéries
II.2. Interprétation de l’antibiogramme de Pseudomonas aeruginosa
II.3. Interprétation de l’antibiogramme des Staphylocoques
II.4. Interprétation de l’antibiogramme des Streptocoques
DEUXIEME PARTIE : TRAVAIL PERSONNEL
CHAPITRE I : CADRE D’ETUDE
CHAPITRE II : METHODOLOGIE
II.1. Population d’étude
II.1.1. Critères d’inclusion
II.1.2. Critères de non inclusion
II.2. Type d’étude
II.3. Collecte et traitement des données
II.4. Analyse des données
CHAPITRE III : RESULTATS
III.1. Pratique de l’antibiogramme
III.2. Souches isolées dans les sites d’enquête
III.2.1. Répartition par région
III.2.2. Répartition par genre
III.2.3. Répartition des Entérobactéries
III.2.4. Répartition des Staphylocoques
III.2.5. Répartition des BGNNF
III.2.6. Répartition des Streptocoques
III.2.7. Répartition des Neisseria
III.2.8. Répartition des Entérocoques
III.2.9. Répartition de Haemophilus
III.3. Profil de sensibilité aux antibiotiques des souches isolées
III.3.1. Entérobactéries
III.3.2. Staphylocoques
III.3.3. Bacilles à Gram négatif, non fermentaires
III.4. Interprétation des antibiogrammes
III.4.1. Principaux phénotypes identifiés
III.3.2. Répartition des phénotypes par genre bactérien
III.3.3. Répartition des phénotypes par région
III.4.4. Phénotypes et caractéristiques épidémiologiques des patients
CHAPITRE IV : COMMENTAIRES ET DISCUSSIONS
IV.1. Bactéries isolées
IV.2. Antibiogramme
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES

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