Antibio-résistance des bacilles à Gram négatif non fermentants

Carbapénèmes

      Les Carbapénèmes sont des β-lactamines qui présentent un très large spectre d’activité et une grande stabilité vis à vis de la plupart des ß-lactamases. L’imipenème et le méropeneme ont été les deux premiers antibiotiques disponibles en clinique. Une troisième molécule s’est ajoutée, l’ertapénème [214]. Parmi les nouvelles Carbapénèmes, le doripénème garde une meilleure activité sur les bacilles à Gram négatif et particulièrement sur les aérobies stricts [213] . Les Carbapénèmes sont historiquement considérées comme le traitement de choix des infections sévères à bactéries à Gram négatif [86].

Inactivation enzymatique de l’antibiotique : production de ß-lactamases

      Ce mécanisme de résistance aux β-lactamines, prédominant chez les bactéries à Gram négatif, repose sur la production d’enzymes, capables de se lier et d’inactiver l’antibiotique. Chez les bactéries à Gram positif, les ß-lactamases sont excrétées alors que chez les bactéries à Gram négatif, les ß-lactamases restent localisées dans l’espace périplasmique. L’origine des gènes qui code pour ces enzymes peut être intrinsèque (gène naturellement présent sur le chromosome de l’espèce bactérienne) ou extrinsèque (gène transmis à la bactérie par des plasmides ou des éléments génétiques mobiles).

Les β-lactamases à spectre étendu (BLSE)

     Les β-lactamases à spectre étendu (BLSE) sont des enzymes récemment apparues à la suite des mutations des pénicillinases. Elles sont plasmidiques donc transférables et sensibles à l’action des inhibiteurs enzymatiques. Elles sont très actives sur les pénicillines et moyennement actives sur les céphalosporines de première génération. Les mutations génétiques à l’origine des BLSE élargissent le spectre de ces enzymes et touchent également les céphalosporines de troisième génération (Ceftazidime et Cefotaxime) et les monobactames (Aztréonam). Les bactéries produisant une BLSE n’hydrolysent pas les Cephamycines (Céfoxitine) ni les Carbapénèmes [200] . Cinq types de BLSE de classe A (TEM, SHV, PER, VEB et GES) ont été détectés chez P. aeruginosa. Entre 1992 et 1998, plusieurs souches de P. aeruginosa productrices de TEMont été isolées en France : TEM-42 [124], TEM-4 [146], TEM-21[56] et TEM-24 [113]. Ces BLSE ont un spectre d’activité équivalent à celui des TEM isolées chez les entérobactéries (C3G et Aztréonam). SHV-2a a été détecté en France en 1995 [128]. Et plus tard en Thaïlande, en Pologne [35] et en Tunisie [71]. Le gène PER-1 a été identifié sur un chromosome de P. aeruginosa isolé d’un tractus urinaire d’un patient Turque hospitalisé à Paris en 1992 [132]. Il existe actuellement neuf types de BLSE connus. Jusqu’à présent, quatre types de GES (GES-1, -2, -8 et -9) ont été trouvés chez P. aeruginosa [204]. Les résistances acquises aux céphalosporines de 3éme génération (C3G) se distinguent, soit par hyperproduction de céphalosporines, soit par BLSE car les phénotypes de résistance sont différents. Ces enzymes sont habituellement détectées par une synergie entre une C3G (notamment la Ceftazidime) ou l’Aztréonam et l’acide clavulanique (aspect en « bouchon de champagne » sur un antibiogramme). La diffusion des gènes de la classe A des BLSE joue un rôle important dans la diffusion de la résistance aux antibiotiques, et peut limiter ainsi les possibilités de traitement des infections causées par P. aeruginosa.

Résistance aux Aminosides

       Les aminosides sont des agents antibactériens, naturels, produits par les Actinomycetales des genres Streptomyces et Micronospora. L’action des aminosides repose principalement sur la capacité à inhiber la synthèse protéique en bloquant l’action ribosomale aux différents stades de la traduction, ou encore en introduisant des erreurs dans la synthèse peptidique [211]. Le mécanisme majeur de la résistance aux aminosides repose sur la modification enzymatique de certains groupements chimiques de ces antibiotiques. Trois classes d’enzymes ont été décrits chez P. aeruginosa : les N-amino-acétyltransférases (AAC) qui catalysent l’acétylation des fonctions –NH2, les O-phosphotransférases (APH) et les O- nucléotidyltransférase (ANT) qui permettent respectivement la phosphorylation et la nucléotidylation des fonctions-OH (57). La modification des AAC participe à la résistance de cette espèce à la pluspart des aminosides utilisés en thérapeutique (gentamicine, Tobramycine, Nétilmicine et Amikacine) [89]. Pour les APH le niveau de résistance du bacille pyocyanique augmente pour la kanamycine et la néomycine. Enfin, les ANT confèrent une résistance à la streptomycine, la Spectinomycine, la gentamicine et la Tobramycine [108;122].

Carbapénèmases de classe B

      Les β-lactamases de classe B « Appelée métallo-β-lactamases (MBLs) » ont besoin d’un atome de zinc pour détruire les β-lactamines, elles sont inhibées par l’EDTA [41]. Les déterminants MBLs les plus décrit chez A. baumannii sont les dérivés de type IMP, VIM, SIM et NDM. En Asie, IMP-1[83] et IMP-10[41] ont été décrit chez A. baumannii, au Japon ils ont aussi été trouvés chez d’autre bacille à Gram négatif non fermentants. IMP-4[38] et IMP-8 [205] en Chine, VIM-2 [212] et SIM-1 [102] en Corée, VIM-3 [103] et VIM-11 [104] en Taiwan. En Europe, les MBLs qui ont été décrit chez A. baumannii sont IMP-2 [100] en Italie ; IMP-5 [49] en Portugal ; VIM-1 [194] et VIM-4 [62] en Grèce. Un des derniers déterminants décrits, NDM-1 (New-Delhi Métallo- ß -Lactamase), a notamment largement été médiatisé et son importante capacité de dissémination cause un réel problème de santé publique [164], NDM-1 a été découvert pour la premier fois en 2008 chez un patient suédois rapatrié après avoir été hospitalisé à New Dehli (Klebsiella pneumoniae/ Escherichia coli) [93] et en 2010 chez A. baumannii en Inde

Facteurs de pathogénicité chez A. baumannii

      Les Acinetobacter baumannii sont considérés comme des bactéries peu pathogènes, provoquant des signes cliniques chez des individus affaiblis mais rarement chez des individus normaux. Les facteurs de pathogénicité des acinétobactéries sont encore mal connus. La production de slime (polysaccharides de surface) par les souches de Acinetobacter sp augmente la virulence d’autres bactéries comme Pseudomonas aeruginosa ou Escherichia coli. Environ la moitié des acinétobactérioses sont des infections mixtes ce qui confère à cette observation une certaine importance clinique. Le slime, produit au cours de la phase exponentielle de croissance, inhibe la migration des granulocytes neutrophiles et possède un pouvoir toxique pour ces cellules. Toutefois, une étude portant sur 100 souches a monté que seules 14 % d’entre elles produisaient du slime. Comme les autres bactéries à Gram négatif, les espèces du genre Acinetobacter possèdent un lipopolysaccharide doué de propriétés endotoxiniques : il est toxique pour la souris, pyrogène chez le lapin et il provoque une lyse des amœbocytes de limules (Limulus polyphemus). L’endotoxine est produite in vivo car une réaction positive au test limule est observée au cours des septicémies [82]. La présence d’une capsule polysaccharidique est considérée comme un facteur de virulence car elle s’oppose à la phagocytose. De plus, avec les fimbriæ, elle pourrait jouer un rôle dans l’adhésion aux cellules épithéliales [82]. Toutefois, la capsule pourrait rendre la surface des bactéries plus hydrophiles alors que les souches de Acinetobacter baumannii isolées de dispositifs médicaux (cathéters, sondes trachéales, sondes vésicales, prothèses…) présentent une surface plus hydrophobe que les souches de la même espèce isolées d’individus sains. L’hydrophobicité de surface d’un micro-organisme est un facteur important pour expliquer l’attachement sur les divers polymères constitutifs des biomatériaux et cette propriété jouerait un rôle dans la virulence. Les souches hémolytiques produisent une phospholipase C qui hydrolyse la lécithine, la phosphatidyl-éthanolamine et la sphingomyéline et qui est cytotoxique pour les leucocytes. La captation du fer est sous la dépendance d’un sidérophores du type aérobactine et appelé acinétobactine et de protéines de membrane externe dont la synthèse est réprimée en présence de fer dans l’environnement.

Table des matières

Introduction
Partie 1 : Revue Bibliographique
Chapitre I. Les antibiotiques
1. Les ß-lactamines
1.1. Définition
1.2. Classification des β-lactamines
1.2.1. Pénames
1.2.2 Céphèmes
1.2.3 Carbapénèmes
1.2.4. Monobactames
1.3. Les ß-lactamases
1.3.1. Classification des β-lactamases
1.3.1.1. Classification de Ambler
1.3.1.2. Classification fonctionnelle de Bush-Jacoby-Medeiros
1.3.2. Inhibiteurs des β-lactamases (acide clavulanique, tazobactam, sulbactam)
1.4. Mécanisme de résistance aux β-lactamines
1.4.1. Pénétration de β-lactamines : diminution de la perméabilité
1.4.2. Modification de la cible
1.4.3. Excrétion de l’antibiotique : efflux
1.4.4. Inactivation enzymatique de l’antibiotique : production de β-lactamases
2. Les aminosides
2.1. Définition
2.2. Classification des aminosides
2.3. Mécanisme d’action des aminosides
3. Les Fluoroquinolones
3.1. Définition
3.2. Classification des quinolones
3.3. Mécanisme d’action des quinolones
Chapitre 2 : Bacilles à Gram négatif non fermentants et leur implications dans les infections en réanimation
1. Pseudomonas aeruginosa
1.1. Classification – nomenclature
1.2. Habitat
1.3. Caractères bactériologiques
1.4. Mécanisme de résistance aux β-lactamines chez P. aeruginosa
1.4.1. Résistance naturelle
1.4.2. Résistances acquises
1.4.2.1. Resistance enzymatique
1.4.2.1.1. Résistance par hyperproduction de la cephalosporinase AmpC
1.4.2.1.2. Résistance par production de β-lactamases de classe A
1.4.2.1.3. Résistance par production de β-lactamases de classe B
1.4.2.1.4. Résistance par production de β-lactamases de classe D
1.4.2.2 Résistance non enzymatique
1.4.2.2.1. Perte de la porine D2 chez P. aeruginosa
1.4.2.2.2. Surexpression du système d’efflux
1.5. Résistance aux Aminosides
1.6. Résistance aux fluoroquinolones
1.7. Facteurs de pathogénicité de Pseudomonas aeruginosa
1.8. Epidémiologie
1.9. Infection nosocomial à Pseudomonas aeruginosa en réanimation
2. Acinetobacter baumannii
2.1. Classification – nomenclature
2.2. Habitat
2.3. Caractères bactériologiques
2.4. Mécanisme de résistance aux β-lactamines chez A. baumannii
2.4.1. Résistance naturelle
2.4.2. Résistances acquises
2.4.2.1. Mécanismes de résistance enzymatiques
2.4.2.1.1. Résistance par hyperproduction de la cephalosporinase AmpC
2.4.2.1.2. Résistance des β-lactamases à spectre étendu
2.4.2.1.3. Résistances aux carbapénèmes
2.4.2.1.3.1. Carbapénèmase de classe B
2.4.2.1.3.2. Carbapénèmase de classe D
2.4.2.2. Mécanismes de résistance non enzymatique…
2.4.2.2.1. Diminution de la perméabilité membranaire
2.4.2.2.2. Efflux
2.4.2.2.3. Modification de PLPs
2.5. Résistance aux Aminosides
2.6. Résistance aux fluoroquinolones
2.7. Facteurs de pathogénicité de A. baumannii
2.8. Epidémiologie
2.9. Infection nosocomial à de A. baumannii en réanimation
Partie 2 : Matériel et Méthodes
1. Objectifs
2. Isolement et identification des souches recherchées
2.1. Identification par système API-20NE
2.2. Identification par spectrométrie de masse MALDI (Matrix-Assisted Laser
3. Antibiogramme selon le comité de l’antibiogramme de la société française de microbiologie (CA-SFM )
4. Détermination des concentrations minimales inhibitrices (CMI) par E-test
5. Recherche phénotypique des carbapénèmases
5.1. Test d’imipénèmase par MALDI TOF ultraflex
5.2. Test de Hodge
5.3. Test de synergie EDTA-IMP : Détection des métallo-β-lactamases (MβL)
6. Recherche moléculaire des β-lactamases
6.1 Recherche moléculaire des carbapénèmases
6.1.1. Polymérase Chaine Réaction(PCR) en temps réel
6.1.2. Polymérase Chaine Réaction(PCR) standard
6.1.3. Electrophorèse sur gel d’agarose
6.1.4. Séquençage
6.1.4.1. Analyse des séquences
6.2. Recherche moléculaire des β-lactamases à spectre étendu (BLSE)
7. Recherche moléculaire de la résistance associée (aminoside, quinolone et rifampicine)
8. Typage moléculaire des souches
8.1. Génotypage (recA)
8.2. Multi-locus séquence typing (MLST)
Partie 3 : Résultats et Discussion
Acinetobacter baumannii
1. Antibio-résistance des souches Acinetobacter baumannii
2. Concentrations minimales inhibitrices (CMI) par E-test®
3. Recherche phénotypique des carbapénèmases
3.1. Test MALDI TOF ultraflex
3.2. Test de Hodge
4. Détermination des supports génétiques de résistance
4.1. Détection moléculaire des gènes codant pour des carbapénèmases
4.1.1. Par PCR en temps réel
4.1.2. Par PCR en standard
4.2. Recherche moléculaire des β-lactamases à spectre étendu
4.3. Recherche moléculaire de la résistance associée
5. Séquençage et analyse nucléotidique des produits de PCR purifiés des souches
6. Recherche de la localisation génétique des gènes blaOXA-23, blaOXA-58 et blaOXA-51 en association avec la séquence d’insertion(IS)
7. Génotypage recA des A. baumannii
Pseudomonas aeruginosa
1. Antibio-résistance des souches P. aeruginosa
2. Concentrations minimales inhibitrices (CMI) par E-test
3. Recherche phénotypique des carbapénèmases
3.1. Test MALDI TOF ultraflex
3.2. Test de synergie EDTA-IMP : Détection des métallo-β-lactamases (MβL)
4. Détermination des supports génétiques de résistance
4.1. Détection moléculaire des gènes codant pour des carbapénèmases
4.1.1. Par PCR en temps réel
4.1.2. Par PCR en standard
4.2. Recherche moléculaire des β-lactamases à spectre étendu
4.3. Recherche moléculaire de la résistance associée
5. Séquençage et analyse nucléotidique des produits de PCR purifiés des souches
6. Organisation génétique du gène blaVIM-2
7. Multi-locus séquence typing MLST
Discussion
Conclusion et perspective
Références bibliographiques

Télécharger le rapport complet