ANATOMIE ET PHYSIOLOGIE DES APPAREILS REPRODUCTEURS chez l’âne

ANATOMIE ET PHYSIOLOGIE DES APPAREILS REPRODUCTEURS chez l’âne

 Contrôle hormonal

Le contrôle hormonal de la fonction de reproduction fait intervenir principalement le complexe hypothalamo-hypophysaire en relation avec la production d’hormones sexuelles dont notamment la testostérone . Il existe également des régulations locales, des interactions existant entre les différents types cellulaires.

L’axe hypothalamo-hypophysaire

L’hypothalamus est à l’origine de la sécrétion de la Gonadotropin Releasing Hormone (GnRH). Sa libération est pulsatile chez le mâle et reste sous dépendance de stimuli aussi variés que multiples (stimuli olfactifs, visuels, tactiles,…). Son action au niveau de l’adénohypophyse stimule la production des hormones hypophysaires telles que la Follicle Stimulating Hormone (FSH ou hormone folliculotrope), la Luteinising Hormone (LH ou hormone lutéotrope) ainsi que la prolactine.
iLH : sa sécrétion également pulsatile génère une stimulation de la production de testostérone par l’intermédiaire de récepteurs au niveau des cellules de Leydig. iFSH : elle agit sur le développement et le fonctionnement des cellules de Sertoli par l’intermédiaire de récepteurs situés à leur surface. Par ailleurs ces mêmes cellules produisent deux hormones glycoprotéiques, inhibine et activine, qui, par rétrocontrôle, inhibent ou activent la libération de FSH. iProlactine : son rôle reste à préciser.

Les hormones stéroïdes

Principalement représentées par la testostérone, il existe également une synthèse d’œstrogènes et de progestérone. iTestostérone : produite par les cellules de Leydig, sa production reste sous dépendance de la stimulation par LH. Essentielle dans le développement des caractères sexuels, elle stimule également la spermatogenèse au niveau des tubes séminifères et la maturation des spermatozoïdes au niveau de l’épididyme. Une corrélation positive existe entre le taux de testostérone et la motilité totale des gamètes (Veronesi et al, 2011a). Les glandes sexuelles annexes ne fonctionnent que sous son imprégnation. Son taux plasmatique augmente au moment de l’érection (3,13r0,89 ng/ml), de l’éjaculation (3,44r1,07 ng/ml), et du retrait de l’ânesse (3,13r0,19 ng/ml). Ce profil de sécrétion diffère de celui du cheval et pourrait expliquer la différence de comportement au moment de la présentation du mâle à la femelle. i Œstrogènes et progestérone : on retrouve une production d’œstradiol au niveau du testicule mais son rôle ainsi que celui de la progestérone reste à identifier. Des récepteurs aux androgènes et aux œstrogènes ont été identifiés chez le cheval au niveau de l’épithélium épididymaire induisant une action de régulation de la sécrétion de protéines et d’autres facteurs qui interviennent dans les processus de maturation des spermatozoïdes. Enfin, testostérone et œstrogènes exercent un rétrocontrôle négatif au niveau de l’hypophyse, régulant ainsi la libération des hormones hypophysaires.

Autres hormones

Inhibine et activine sont produites par les cellules de Sertoli et inhibent ou activent la sécrétion des hormones gonadotropes hypophysaires et essentiellement FSH. La sécrétion d’inhibine est contrôlée par FSH. De plus il existe une production d’ocytocine au niveau du fluide interstitiel du testicule, activant la contraction rythmique des tubes séminifères et ainsi l’évacuation du sperme. Les cellules de Leydig ou bien les cellules du rete testis seraient impliquées dans cette libération. Les prostaglandines interviennent dans le contrôle de l’éjaculation avec un taux plasmatique faible avant l’éjaculation (environ 5 minutes avant) et un taux augmenté jusqu’à un pic 9 minutes après l’éjaculation. Puis le taux redescend significativement dans les minutes suivantes. Cette hormone agit également en augmentant la production du fluide séminal ainsi que le nombre de spermatozoïdes dans l’éjaculat (Veronesi et al, 2011). Enfin, on retrouve une production de mélatonine dont la stimulation répond à une influence du taux de luminosité combinée à l’action du système sympathique.

Puberté et maturité sexuelle

La puberté correspond à la première émission d’un sperme fertile. Celle-ci reste corrélée au développement des gonades qui peut être influencé par les conditions d’élevage. Ainsi Choquenot en 1991 démontre que sur deux lots différents d’ânes, l’un ayant une forte densité d’individus, l’autre ayant une faible densité d’individus, la puberté est observée plus précocement dans le lot à faible densité.A 2 ans et demi, 43 % des ânes issus du lot à forte densité présentent des spermatozoïdes dans l’épididyme alors que ce taux est de 100 % dans le lot à faible densité. Au-delà de la densité de population, c’est l’accès à la nourriture qui constitue ici un facteur déterminant dans le développement des individus. Selon les auteurs et les différents types d’élevage, un âne mâle est pubère dès 8 mois pour les plus précoces et jusqu’à 2 ans (environ 1 an chez l’âne miniature). Il reste conseillé de ne mettre à la reproduction que des individus âgés d’au mois 3 ans.

Caractéristiques des éjaculats

Les éjaculats contiennent d’une part les gamètes et d’autre part le plasma séminal qui baigne les cellules sexuelles.

Sperme et spermatozoïdes

Par rapport au cheval, les éjaculats des ânes sont beaucoup plus concentrés en cellules sexuelles (de 60 à 150×106/ml chez l’étalon mais, en général, plus de 250×106/ml chez le baudet). Le taux de spermatozoïdes vivants atteint 80 % contre 55 à 65 % chez le cheval (Carluccio et al, 2013b). Il est intéressant d’étudier les caractéristiques des éjaculats en fonction de nombreux facteurs comme la fréquence d’éjaculation, la stimulation sexuelle, l’âge et le poids des individus, le volume testiculaire, sans oublier les variations liées à la méthode de collecte du sperme.
D’une façon générale, l’éjaculat contient un sperme de bonne qualité avec un taux important de spermatozoïdes viables, mobiles et normaux. De nombreuses études ont cherché à définir les meilleures conditions pour la production d’un sperme de haute qualité qui peut être ensuite conservé et utilisé en insémination artificielle.

Influence de l’âge et du poids des individus

En parallèle de l’évolution des caractéristiques morphologiques du testicule tout au long de la vie des mâles, les caractéristiques séminales varient également. Jusqu’à l’âge de 5 ans, le volume testiculaire augmente ainsi que l’activité des épithéliums se traduisant par une augmentation des multiplications cellulaires. Puis il y a régression des structures avec notamment une baisse régulière du nombre de cellules de Sertoli (Nipken et al, 1997). Ainsi avant l’âge de 4 ans et après 1’âge de 14 ans, les animaux présentent des éjaculats de moins bonne qualité. Cependant, Quartuccio et al (2011) démontrent que l’âge, le volume testiculaire et la qualité du sperme ne sont pas significativement corrélés. De même, Dorado et al. (2013) ont mené une étude visant à déterminer l’influence de l’âge et du poids des reproducteurs ayant atteint leur maturité sexuelle sur les caractéristiques du sperme. Les animaux, des ânes de race Andalouse, étaient âgés de 4 à plus de 14 ans et leur poids s’étalait de 313 kg à 435 kg. Les résultats indiquent qu’il n’existe pas de corrélation entre l’âge de l’animal et les caractéristiques générales des éjaculats dans cet intervalle d’âge de 4 à 14 ans (tableau 4 et 6).
Par contre, le poids des animaux présente une influence sur la motilité du sperme (motilité totale et progressive), sur la morphologie des spermatozoïdes et enfin sur le pH (tableau 5 et 6). L’hypothèse retenue est que la masse de l’animal influe sur la thermorégulation au niveau des gonades en réduisant les pertes de chaleur entraînant ainsi une augmentation de température délétère au niveau du testicule (Dorado et al, 2013). Les éjaculats recueillis montrent un pourcentage plus faible de spermatozoïdes morphologiquement normaux et ayant une motilité progressive normale.

 Influence des facteurs d’élevage

L’influence de la fréquence des éjaculations sur la qualité du sperme chez l’âne a été étudiée par Gastal et al (1997). 6 ânes de 2 à 7 ans sont prélevés 1 fois par semaine durant un an et l’on récolte à chaque fois 2 éjaculats à 4 heures d’intervalle. Deux groupes (A et B) sont distingués du fait de défaut d’éjaculation dans certains cas. Cette étude rejoint les conclusions de l’étude de Pickett et al (1976) effectuée chez le cheval. Ainsi la fréquence des éjaculations influe sur le nombre total de spermatozoïdes. L’augmentation de cette fréquence diminue la concentration du sperme en cellules sexuelles (tableau 7). Le nombre total de spermatozoïdes dans le deuxième éjaculat représente en moyenne 63,5 % du nombre total de spermatozoïdes dans le premier éjaculat (50 % dans l’étude de Pickett et al chez le cheval). D’autre part, Roy et al (2003) ont noté une augmentation du pourcentage de spermatozoïdes anormaux en cas de nombreuses éjaculations et notamment lorsque le baudet était prélevé 2 fois par semaine au lieu d’une seule fois.

Caractéristiques du plasma séminal

Le plasma séminal correspond à la phase liquide qui entoure les spermatozoïdes. Il est produit par les cellules de Sertoli au niveau testiculaire, les glandes annexes (dont les sécrétions sont sous dépendance hormonale) et l’épididyme. Ses caractéristiques biochimiques varient au cours de l’année et conditionnent la production d’un sperme de qualité . Glucose : source d’énergie pour les spermatozoïdes, c’est au niveau des mitochondries que les processus d’oxydation fournissent l’essentiel de l’énergie des cellules sous la forme d’ATP qui intervient dans la motilité. On observe également un cycle de dégradation anaérobie donnant de l’acide lactique à partir de fructose mais dans une proportion assez faible, le plasma séminal de l’âne ne contenant qu’un taux faible de fructose.Cholestérol : il existe une corrélation positive entre le taux de cholestérol et la concentration en spermatozoïdes dans le sperme. Le cholestérol est à la base de la synthèse de la testostérone qui stimule la spermatogenèse. iProtéines : représentées principalement par l’albumine qui protège les spermatozoïdes des effets délétères des peroxydations lipidiques. Sa présence influe sur la motilité. Le taux des différentes enzymes est en relation avec la concentration en gamètes et avec le pourcentage de spermatozoïdes vivants.

Table des matières

LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
LISTE DES ABREVIATIONS
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : ANATOMIE ET PHYSIOLOGIE DES APPAREILS REPRODUCTEURS
I. APPAREIL REPRODUCTEUR MÂLE
1. ANATOMIE
1.1. Testicule
1.1.1. Caractéristiques générales
1.1.2. Tubes séminifères
1.1.3. Epididyme
1.2. Tractus génital
1.2.1. Canal déférent et urètre
1.2.2. Pénis
1.2.3 Glandes annexes
2. PHYSIOLOGIE
2.1. Contrôle hormonal
2.1.1. L’axe hypothalamo-hypophysaire
2.1.2. Les hormones stéroïdes
2.1.3. Autres hormones
2.2. Puberté et maturité sexuelle
2.3. Caractéristiques des éjaculats
2.3.1. Sperme et spermatozoïdes
2.3.2. Influence de l’âge et du poids des individus
2.3.3. Influence des facteurs d’élevage
2.3.4. Caractéristiques du plasma séminal
2.4. Saisonnalité
II. APPAREIL REPRODUCTEUR FEMELLE
1. ANATOMIE
1.1. Ovaire
1.1.1 Forme et situation
1.1.2. Taille
1.1.3. Structure
1.1.4. Ligaments
1.2. Tractus génital
1.2.1 Trompes utérines
1.2.2. Utérus
1.2.2.1 Cornes utérines
1.2.2.2 Corps de l’utérus
1.2.2.3 Col de l’utérus
1.2.3 Vagin et vulve
1.3. Mamelle
2. PHYSIOLOGIE DE L’ÂNESSE NON GRAVIDE
2.1. Puberté et maturité sexuelle
2.2. Cycle œstral
2.2.1 Durée du cycle
2.2.2. Régulation hormonale du cycle
2.2.2.1. Complexe hypothalamo-hypophysaire
2.2.2.2. Hormones stéroïdes
2.2.2.3 Autres hormones
2.2.3. Croissance folliculaire et ovulation
2.2.4. Ovulations multiples
2.3. Saisonnalité
2.3.1. Variations du cycle
2.3.2. Variation de la durée du cycle
2.3.3. Saisonnalité des ovulations multiples
2.3.4. Variation de taille des follicules
DEUXIEME PARTIE : DE L’ACCOUPLEMENT AU POST-PARTUM
I. CONDUITE DE LA SAILLIE
1. PARTICULARITES COMPORTEMENTALES
1.1. L’ânesse en chaleur
1.1.1. Comportement d’œstrus
1.1.2. Détection de l’œstrus
1.1.2.1. Observation et palpation transrectale
1.1.2.2. Examen échographique
1.1.3. Particularités physiologiques
1.2. Comportement du mâle
1.2.1 Phase pré-copulatoire
1.2.2 Phase copulatoire
1.3. Monte libre et monte en main
1.3.1 Monte en liberté
1.3.2 Monte en main
2. PATHOLOGIE
2.1. Affections liées à l’œstrus
2.1.1 Chaleurs ovulatoires intermittentes
2.1.2. Sub-œstrus
2.1.3 Chaleurs silencieuses
2.1.4. Corps jaune persistant
2.2. Affections liées au tractus génital femelle
2.2.1 Pneumovagin et urovagin
2.2.2. Lésions du col de l’utérus
2.2.3. Tumeurs de l’ovaire
2.2.4. Hydrosalpinx
2.3. Affections liées au tractus génital mâle
2.3.1. Anomalies testiculaires
2.3.2. Malformation congénitale
2.3.3. Cryptorchidisme
2.3.4. Autres affections
2.4. Maladies infectieuses
2.4.1. Infections non spécifiques
2.4.2. Métrite Contagieuse Equine : Taylorella asinigenitalis
2.4.3. Affections d’origine virale
2.4.4. Dourine : Trypanosoma equiperdum
II. LA GESTATION
1. PHYSIOLOGIE DE LA GESTATION
1.1. De la fécondation à la nidation
1.1.1. Fécondation et vie libre du conceptus
1.1.2. Développement du conceptus
1.1.3. Placenta
1.1.4. Développement du fœtus
1.2. Contrôle hormonal
1.2.1. L’eCG
1.2.2. Les progestagènes
1.2.3. Les œstrogènes
2. DUREE DE GESTATION
2.1. Influence de la race
2.2. Influence des conditions d’élevage
3. DIAGNOSTIC DE GESTATION
3.1. Signes cliniques
3.1.1. Signes cliniques
3.1.2. Examen clinique
3.2. Utilisation de l’échographie
3.3. Diagnostic de laboratoire
4. SUIVI DE L’ÂNESSE GRAVIDE
4.1. Gestion de l’utilisation de l’ânesse
4.2. Surveillance sanitaire
4.3. Alimentation de l’ânesse gravide
5. PATHOLOGIE DE LA GESTATION
5.1. Affections non infectieuses
5.1.1. Gestation gémellaire
5.1.2. Perturbation de l’équilibre fœto-maternel
5.2 Les avortements d’origine infectieuse
III. PARTURITION ET POST-PARTUM
1. PHYSIOLOGIE DU PART
1.1 Préparation du part
1.1.1. Signes annonciateurs
1.1.2. Détection du part
1.2. Expulsion du fœtus et des annexes
1.3. Phénomènes hormonaux
1.3.1. Progestagènes et œstrogènes
1.3.2. Prostaglandines et cortisol
1.3.3. Relaxine et ocytocine
2. PATHOLOGIE DU PART
2.1. Dystocies liées au fœtus
2.1.1. Mauvaise présentation
2.1.2 Anomalies fœtales
2.2. Dystocies liées à l’ânesse
2.3. Non rupture des membranes fœtales à la naissance
3. POST-PARTUM
3.1. Soins au nouveau-né
3.1.1. Premiers soins
3.1.2. Importance des conditions de mise bas
3.1.3. Importance des relations mère-foal
3.1.4. Importance de la prise de colostrum
3.2. Pathologie de l’ânon
3.2.1. Prématurité
3.2.2. Hypothermie
3.2.3. Rétention du méconium
3.2.4. Ictère hémolytique natal
3.2.5. Anomalies congénitales
3.3. Pathologie de la mère
3.3.1. Hémorragies post-partum
3.3.2. Déchirures vaginales et utérines
3.3.3. Prolapsus utérin
3.3.4. Rétentions placentaires et métrites
3.3.5. Pathologie de la mamelle
3.3.6. Coliques
3.3.7. Hyperlipémie
3.4. Involution utérine et retour en chaleur
3.4.1. Involution utérine
3.4.2. Œstrus et ovulation post-partum
3.4.3. Performance des chaleurs post-partum
TROISIEME PARTIE : LES HYBRIDES
I. DES ESPECES INTERFECONDES
1. LES DIFFERENTES ESPECES D’EQUIDES
2. CROISEMENTS INTERSPECIFIQUES
3. CARACTERISTIQUES CHROMOSOMIQUES
II. SPECIFICITE DE LA PRODUCTION DES HYBRIDES
1. CONDUITE DE LA SAILLIE
1.1. Comportement des partenaires sexuels
1.2. Taux de réussite
2. GESTATION
2.1. Développement des cupules endométriales
2.2. Endocrinologie de la gestation
2.2.1. L’eCG
2.2.2. Les progestagènes
2.3.Immunologie de la gestation
2.4. Durée de gestation
3. ICTERE HEMOLYTIQUE DU MULETON
4. STERILITE DES HYBRIDES
4.1. Particularités des organes sexuels des mulets et bardots
4.1.1. Ovaires
4.1.2. Testicules
4.2. Anomalies dans le processus de division cellulaire
QUATRIEME PARTIE : REPRODUCTION ASSISTEE
I. INSEMINATION ARTIFICIELLE
1. L’INSEMINATION ARTIFICIELLE DANS L’ESPECE ASINE
1.1. Définition, avantages et inconvénients
1.2. Utilisation en France
2. OBTENTION D’UN SPERME DE QUALITE
2.1. Préparation des étalons
2.1.1. Stimulation des baudets
2.1.2. Comportement territorial des baudets
2.1.3. Autres facteurs perturbant la collecte
2.2. Conservation de la semence
2.2.1. Plasma séminal
2.2.2. Dilueur
2.2.3. Cryoprotecteur
2.2.4. Autres facteurs
3. PREPARATION DES FEMELLES
3.1. Molécules utilisées
3.2. Protocoles d’induction
II. TRANSFERT D’EMBRYONS
1. TRANSFERT EMBRYONNAIRE DANS L’ESPECE ASINE
2. SYNCHRONISATION DES FEMELLES
2.1. Différents protocoles
2.2. Synchronisation des femelles
3. TRANSFERT EMBRYONNAIRE
3.1. Facteurs liés à la donneuse
3.2. Facteurs liés à la récolte et à la qualité des embryons
3.3. Facteurs liés à la technique de transfert
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE

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