Analyse physicochimique des hydrocarbures cuticulaires

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Cycle de vie dans la nature :

Afin de mieux connaître la répartition de la population de L. decipiens dans la litière des forêts que nous avons étudié (subéraies du PNEK, de l’Edough et site d’eucalyptus à Sidi Amar), on note le nombre d’individus capturés, ainsi que leur stade de développement, avant de les répartir selon leur stade de développement dans différents élevages.
Les prélèvements que nous avons effectués se sont étalés de Mai 2008 à Juin 2009 pour les subéraies d’El-Kala, entre Janvier 2007 et Juillet 2010 dans les subéraies de l’Edough et entre Avril 2010 et Mai 2011 pour le site d’eucalyptus à Sidi Amar.

Etude de l’habitat naturel :

Afin mieux connaître les caractéristiques de l’habitat de L. decipiens, nous avons réalisé une étude de la litière des différentes zones de prélèvement décrites précédemment.
La litière des sites étudiés a été prélevée sur trois parcelles. Dans chaque parcelle, trois couches de litière ont été sélectionnées : une couche superficielle (couche 1) externe de 2 à 3 cm de profondeur, une couche moyenne intermédiaire (couche 2) et une couche interne (couche 3) qui est au contact du sol (couche la plus décomposée).
Les échantillons de litières ont fait l’objet d’une séparation physique et d’une analyse physicochimique au laboratoire (Fig. 14).

Potentiel reproducteur :

Après l’accouplement, vingt femelles de L. decipiens sont élevées séparément dans des boites en plastique (12 x 9 x 4,5 cm). Les oothèques déposées, sont récupérées dans des tubes en plastique bouchés par du coton. Les oothèques (N= 20) sont pesées sur une balance de précision, avant et après éclosion des larves, et mesurées dans leur plus grand diamètre grâce à un papier millimétré. On note la durée que met la femelle pour déposer son oothèque après l’accouplement, la date de l’éclosion des jeunes larves ainsi que leur nombre. Nous avons également disséqué des oothèques viables et non viables afin de déterminer le nombre d’œufs présents dans les oothèques.

Comportement alimentaire :

5.1- Préparation des extraits de feuilles d’eucalyptus : les feuilles d’eucalyptus sont extraites par de l’hexane ou du dichlorométhane, solvants organiques respectivement apolaire et polaire. Cinq grammes de feuilles mortes, ou de feuilles fraiches, coupées en petits morceaux, sont plongées dans 40ml de solvant pendant 30 minutes avant d’être filtré sur laine de verre. Les différents extraits sont stockés au congélateur (-20°C) jusqu’à utilisation.
5.2- Tests en olfactomètre (tube en Y) : on utilise un olfactomètre bidirectionnel en verre (2 cm de diamètre) en forme de Y (branche principale A de 30 cm ; branches secondaires B et C de 20 cm de long (Fig. 14). L’olfactomètre est traversé par un faible courant d’air pur filtré sur une cartouche de charbon activé. La vitesse du courant d’air arrivant en amont des branches secondaires est contrôlée par un débitmètre et fixée à 10 ml / min afin d’éviter toute réponse anémotactique de l’insecte.
Les tests se déroulent en période de nuit (période d’activité de la majorité des blattes) à une température de 25 à 27 °C et à une hygrométrie de 70 à 80%. Une lampe rouge de faible intensité (non visible par les blattes) afin de pouvoir observer le comportement des individus.
Les jeunes larves ou les adultes à tester sont placés dans une petite cage munie d’une porte grillagée en aval de la branche principale de l’olfactomètre; le papier filtre (1 cm²) imprégné d’extrait (10 µl) est placé en amont dans l’une des branches secondaires 5 à 10 minutes avant le début du test.
Le début du test correspond au moment de la libération de la blatte. Grâce à un chronomètre, on note le « temps de choix » qui correspond au moment de l’introduction de la blatte jusqu’au moment où, arrivée à l’intersection des deux branches secondaires, elle remonte dans l’une des branches; le choix de l’insecte et le temps qu’il met pour arriver à la source odorante (papier filtre) est également noté.

Comportement sexuel :

6.1- Elevage des adultes isolés (adultes naïfs) : les blattes sont élevées dans des boîtes en plastique présentant des orifices grillagés. Des feuilles de chêne-liège servent de nourriture et font office d’abris. Les insectes sont abreuvés grâce à des tubes remplis d’eau et bouchés avec du coton ; ces tubes assurent également l’humification du milieu ambiant. La température est d’environ 26°C, l’hygrométrie de 70 à 80% et la scotophase de 12 heures.
Périodiquement, les larves les plus âgées sont prélevées dans les différents élevages de masse et regroupées entre elles, ce qui nous permet de récupérer les adultes dès la mue imaginale. Ces adultes vierges sont sexés et regroupés selon leur sexe. Ces insectes sont élevés dans les mêmes conditions que celles décrites précédemment.
L’identification des mâles et des femelles se fait sous loupe binoculaire et est basée sur la forme de la plaque sous-génitale (Fig. 16).
6.2- Tests en enceinte close : l’observation des différentes séquences comportementales des mâles et des femelles conduisant à l’accouplement a lieu en lumière rouge dans les conditions de température et d’humidité de la salle d’élevage. Elles sont réalisées dans une enceinte close de petites dimensions (9,5 x 6,5 x 2 cm) munie d’un couvercle (Fig. 17).
Les tests se déroulent comme suit : on introduit à l’extrémité de l’enceinte une femelle vierge et, quelques minutes après, un mâle, à l’extrémité opposée. On note le temps mis par les deux partenaires pour se rencontrer, le temps mis par le mâle pour parader, le nombre de contacts antennaires entre les deux sexes et le temps mis pour réaliser l’accouplement. On note également le nombre d’accouplements réussis ainsi que leur durée et le nombre d’accouplements avortés. Les individus testés (40 couples) sont sexuellement naïfs (les deux sexes n’ont jamais été en contact olfactif) et âgés de 15 jours
6.3- Tests en olfactomètre (tube en Y) : afin de vérifier l’existence d’une phéromone sexuelle femelle attractive à distance, nous avons utilisé un olfactomètre en Y. Ces tests se déroulent dans les mêmes conditions que celles décrites ci-dessus.
Les individus testés sont des mâles naïfs âgés de 15 jours (N= 10). Des extraits de femelles vierges (1 à 5 femelles âgées de 15 jours par échantillon) sont réalisés avec de l’hexane ou du pentane. Avec ces deux solvants, on extrait principalement les composés apolaires.
Les extraits sont réalisés comme suit : dans un flacon contenant 1 ml de solvant, on plonge complètement la, ou les, femelles préalablement anesthésiées par le froid (-26°C) quelques minutes avant l’extraction. Après 15 minutes d’extraction à température ambiante, les extraits sont filtrés sur laine de verre afin d’éliminer toutes impuretés et stockés au congélateur (-20°C) jusqu’à leur utilisation.
6.4- Analyse physicochimique des hydrocarbures cuticulaires : après anesthésie par le froid (-20°C), les insectes naïfs (mâles et femelles âgées de 15 jours) sont plongés dans 1 ml de solvant (hexane distillé). L’extraction dure 5 minutes à température ambiante (temps suffisant pour extraire la majorité des hydrocarbures cuticulaires). On retire alors les insectes du solvant et les extraits sont conservés à -20°C jusqu’à leur utilisation. Ces derniers sont ramenés à un volume de 250 µl par évaporation sous flux d’azote avant injection (2 µl) dans le chromatographe en phase gazeuse (CPG).
Le chromatographe utilisé est un Varian CP 9000 équipé d’une colonne capillaire en silice fondue de type apolaire (CPSil 5CB, 30 m x 0,32 mm de diamètre interne, épaisseur du film 1µm, Varian), d’un injecteur de type split-splitless (fuite de 20 ml/mn pendant 30 sec), et d’un détecteur à ionisation de flamme. Le gaz vecteur est l’hydrogène (vélocité, 25 ml/mn à température ambiante). Les températures de l’injecteur et du détecteur sont respectivement de 280 °C et de 300 °C.
Le signal est enregistré sur PC, sous Windows, et analysé grâce au programme Maestro (Chrompack). Chaque analyse est répétée sur quinze échantillons différents. La concentration des différents composés quantifiés est calculée en fonction du facteur de réponse de chacun d’eux après injection d’un mélange d’hydrocarbures de référence (composés de synthèse) dans les mêmes conditions.

Analyse des données :

Les résultats obtenus lors de l’étude bioécologique ont été analysés statistiquement par des méthodes métriques descriptives donnant la moyenne, l’écart-type, la variance, le maximum et le minimum.
Les donnés obtenues lors de l’étude des oothèques (potentiel reproducteur des blattes) ont fait l’objet d’un calcul de corrélation à travers la droite de régression et le calcul du coefficient de corrélation « r » grâce au logiciel StatView (2009).
Concernant les résultats des tests en olfactomètre, ces derniers ont été comparés en utilisant les simulations de Monté-Carlo, basées sur un test Chi2 au seuil p= 0,05 (Vaillant & Derrij, 1992).
Les résultats obtenus pour ces tests ont également fait l’objet d’une comparaison de variances (test de Fisher) au seuil de significativité α= 0,05, d’une part, et, d’autre part, d’une comparaison des moyennes (test de Student et Cochran-Cox) (α= 0,05) grâce au logiciel XLStat 2009.

Etude de l’habitat naturel de Loboptera decipiens :

La litière des subéraies du PNEK et de l’Edough (chêne- liège) :

a/ Composition de la litière : dans le site d’El-Kala (subéraies du PNEK), les résultats montrent (Tab. 9) que, dans les trois parcelles étudiées, la couche externe est composée essentiellement de feuilles et de rameaux, ces deux fractions représentant plus de 45% de la litière alors qu’il y a très peu de fruits et beaucoup d’autres déchets. La couche moyenne montre des pourcentages élevés de la fraction « divers », les feuilles et les rameaux étant peu présents et les fruits quasi-inexistants. En ce qui concerne la couche la plus profonde, on remarque une diminution importante des feuilles, des rameaux et des fruits au niveau des trois parcelles. Par contre on y trouve un taux élevé de fragments décomposés puisqu’on enregistre de 86 à 95% de composés « divers ».
Au niveau du site de l’Edough, nos résultats montrent (Tab. 9) que, contrairement au site d’El-Kala, la couche superficielle est essentiellement composée de rameaux alors que la couche moyenne présente des taux élevés de « divers » et que la couche interne est surtout très riche en humus (« divers »).
Tous ces résultats montrent que la litière du PNEK est, d’une façon générale, plus riche que celle de l’Edough.

Le cycle de vie de L. decipiens :

Bien qu’il existe de nombreux travaux qui traitent des blattes (voir références dans Bell, 1990) très peu sont consacrés à L. decipiens. C’est une espèce monovoltine, c’est-à-dire qu’elle n’effectue qu’une seule génération par an, alors que d’autres espèces domestiques telle que B. germanica peuvent présenter trois ou quatre générations par an (Gordon, 1996). L. decipiens est omnivore et se nourrit principalement de restes végétaux et animaux. Elle a une activité annuelle intense en été et en automne et joue un rôle non négligeable au niveau de la dégradation de la la matière organique (Haupt & Haupt, 1998). Elle est également une proie idéale pour de nombreuses fourmis, araignées et pour certains petits vertébrés (Chopard, 1943 ; Boyer & Rivault, 2003).
Notre travail a permis de confirmer l’existence de L. decipiens dans le P.N.E.K. En effet, nous avions déjà signalé la présence de cet insecte dans la subéraie de Brabtia et d’El-Mellah en 2004, en 2005, et lors d’une étude plus détaillé étalée sur deux ans (2008 et 2009) (Ferrah, 2005; Hanifi, 2005; Habbachi, 2009). Nous avons montré que L. decipiens colonise le sol et la litière des quatre sites étudiés, quelle que soit l’essence végétale qui les recouvre (chêne-liège ou eucalyptus). Les populations sont plus importantes dans les forêts du littoral, les subéraies du PNEK et les forêts d’eucalyptus de Sidi Amar, comparativement aux subéraies de l’Edough, dans laquelle elle vit avec Ectobius kervillei, et de Machrouha où l’espèce est très peu abondante.
Le suivi du cycle de développement de L. decipiens dans les trois sites là où elle est la plus abondante montre que ce dernier est fonction des conditions climatiques (température, humidité, pluviométrie). En effet, c’est une espèce qui n’apparaît qu’au printemps et en été et qui est complètement absente en automne et en hiver. Ces observations corroborent celles obtenues dans la subéraie de Brabtia et d’El-Mellah (Habbachi, 2009) et dans l’Edough (Halfaoui, 2010).
Les oothèques pondues à la fin de l’été et au début de l’automne éclosent au début du printemps, ce qui explique l’apparition des jeunes larves (L2, L3) au mois de Mars quand la température commence à augmenter. A la fin du printemps et au début de l’été, nous avons vu que la quasi-totalité des individus récoltés sont des larves âgées (L4, L5) et des adultes.
Le cycle de développement de L. decipiens est également lié à l’altitude puisque la population de cet insecte est plus dense dans les subéraies de l’Edough (Zerzour, 2008 ; Halfaoui, 2010) que dans les subéraies du PNEK. Cependant, il arrive parfois que le nombre d’individus récoltés soit plus important dans l’Edough qu’au niveau du PNEK. L’état sanitaire des subéraies du PNEK pourrait expliquer ces résultats, puisque ces dernières soufrent de problèmes de dépérissement depuis 2005; c’est le cas, par exemple, des subéraies de Brabtia, d’El-Melah et de Sanaoubari (Adjami, 2009).
La prospection des forêts d’eucalyptus de Sidi Amar, au printemps et en été, montre que la densité de L. decipiens est beaucoup plus forte dans cette forêt, comparativement aux subéraies étudiées. Il semble que la litière composée de feuilles et de rameaux d’eucalyptus assure un développement idéal pour cette espèce. Nos résultats révèlent également que le niveau de population de L. decipiens est plus élevé en 2010 qu’en 2011. Cela peut être dû aux conditions climatiques différentes enregistrées pendant ces années.
Chez les blattes, la taille des oothèques est variable selon les espèces; elles mesurent entre 4 à 5 mm chez Margattea nimbata et Lobopterella dimidiatipes, 6 et 8 mm chez B. germanica, Blattella biligata, Blatta longicercata et Scalida latius vittata, environ 12 mm chez Blatta orientalis, 14 mm chez Pycnoscelus surinamensis (Boyer & Rivault, 2004 ; Chopard, 1943). Chez L. decipiens, nous avons pu montrer qu’elle mesurait environ 5 mm.
Dans les conditions de laboratoire, la vie larvaire de L. decipiens dure 2 à 3 mois. Nos observations révèlent que les larves de premier stade (L1) sortent de l’oothèque, quelques semaines après la ponte de la femelle. Ces dernières passeront par cinq stades pour donner des adultes. Le nombre de mues larvaires peut varier selon les espèces : chez la blatte germanique, B. germanica, par exemple, le nombre de mue varie entre 5 et 7 (Cornwell, 1968), chez la blatte orientale, B. orientalis, on peut observer 7 à 10 mues (Gordon, 1996) et chez la blatte américaine, Periplaneta americana, une douzaine de mues (Gordon, 1996).
L’étude biométrique des individus aux différents stades de développement montre que la taille moyenne de cet insecte ne dépasse pas 8 mm de longueur au stade adulte pour un poids de 39 mg. Les adultes vivent 5 à 6 mois dans les conditions optimum de laboratoire (eau et nourriture à volonté); Cette durée de vie est comparable à celle de nombreuses espèces forestières et agricoles telles que Blattella lituricollis, B. biligata, B. longicercata et L. dimidiatipes (Boyer & Rivault, 2004). Dans la forêt, le sol est recouvert d’une quantité importante de matériel végétal tel que feuilles, rameaux, fruits et graines. L’ensemble de ce matériel constitue la litière (Rapp, 1971 ; Tussaux, 1996). La décomposition de la matière organique contenue dans la litière représente une source d’énergie potentielle pour les espèces qui les consomment (Gobat et al., 1998). La décomposition de la litière varie selon le groupement forestier : elle est d’environ 32% pour les forêts de chêne-liège (Beldjehem, 2001).
L’analyse physique que nous avons menée sur la litière du chêne-liège montre que les différentes fractions (feuilles, rameaux, fruits et « divers ») sont distribuées de façon comparable dans les trois parcelles de chacun des sites que nous avons étudiés. La composition physique diffère d’une couche à l’autre : la couche la plus externe est composée essentiellement de feuilles, de rameaux et de divers débris, avec parfois quelques fruits, alors que la couche la plus interne est composée majoritairement d’éléments « divers » plus ou moins décomposés.
La quantité de feuilles présente dans la première couche, au niveau de l’Edough, est moins importante que celle enregistrée dans le PNEK, alors que la faction « divers » est plus importante dans l’Edough (première et troisième couches). Ces observations peuvent être mises en relation avec une activité de décomposition plus importante dans la subéraie de l’Edough mais également par un dépérissement des arbres , de plus en plus important dans les subéraies du PNEK (Adjami, 2009 ; Amamra & Bouchaib, 2011).
Dans les forêts d’eucalyptus de Sidi Amar, les feuilles sont peu présentes, voire inexistantes, au niveau des différentes couches des trois parcelles échantillonnées. La couche externe de cette litière est composée essentiellement de la fraction « divers » et de feuilles et de rameaux, tandis que la couche interne présente essentiellement divers matériaux décomposés. Cela explique certainement l’abondance des insectes détritivores présents dans le sol de ce site et notamment de blattes comme E. kervillei et L. decipiens (plus de 400 individus de L. decipiens récoltés durant le printemps).
Dans les subéraies du PNEK et de l’Edough, la couche moyenne, qui est la plus riche en L. decipiens, est constituée essentiellement de la fraction la plus décomposée (« divers »). Les feuilles, les fruits et les rameaux, présents en faible proportion au niveau de cette couche, servent d’abri à L. decipiens. La même couche, dans les trois parcelles de la forêt d’eucalyptus, présente quelques différences par rapport aux sites de chêne-liège puisque cette dernière est généralement plus riche en rameaux, avec une fraction « divers » très abondante. Ces résultats sont similaires à ceux enregistrés par Beldjehem (2001) lors de l’analyse physique d’échantillons prélevés dans la subéraie d’El-Mellah et ceux de Habbachi (2009) dans les subéraies de Brabtia et d’El-Mellah. La dominance de la fraction décomposée s’explique par des conditions favorables au développement et à l’activité biologique des microorganismes et surtout les bactéries qui sont présentent dans cette couche à plus de 62 % (Beldjehem, 2001).
L’analyse physicochimique que nous avons réalisé sur les litières des différents sites montre que les valeurs de pH, d’humidité (H), de matière organique (MO) et de matière minérale (MM) varient au sein des différentes couches d’une même parcelle ainsi qu’au niveau des sites d’échantillonnage (chêne-liège et eucalyptus).
La litière de chêne-liège ne subit pas une grande transformation chimique, mais subit une défragmentation probablement liée à l’activité biologique ou à l’action du groupement végétale (type et âge de la végétation) (Rapp, 1971 ; Beldjehem, 2001). Le pH est relativement acide dans les trois parcelles, quelle que soit la subéraie étudiée. En ce qui concerne le pH de la litière d’eucalyptus celui-ci est plus basique. L’abondance des blattes dans ce dernier type de litière pourrait donc s’expliquer que ces dernières préfère vivre dans un sol basique.
Dans l’ensemble des couches des subéraies, ainsi que dans le site forestier d’eucalyptus, le taux d’humidité est toujours inférieure à 50%, ce qui témoigne d’une faible capacité de rétention d’eau de ces sols (Rapp, 1971).
La teneur en matière organique de la litière de chêne-liège et celle d’eucalyptus est assez importante dans la première couche de chaque parcelle ce qui représente une source d’énergie non négligeable pour les micro-organismes (Gobat et al., 1998). Notre étude montre aussi que l’habitat de L. decipiens est également riche en matière minérale surtout au niveau de la couche interne (forte minéralisation qui permet une bonne activité des micro-organismes) (Robert, 1996).

Le potentiel reproducteur de L. decipiens :

Chez les blattes, le système reproducteur des femelles est constitué de deux ovaires composés de huit ovarioles. Située à la jonction des oviductes, on trouve une spermathèque qui emmagasine le sperme reçu lors de l’accouplement. Lorsque les œufs passent à ce niveau, ils sont fécondés (Gordon, 1996). Les oeufs se développent alors dans une poche incubatrice, au sein d’une oothèque.
La forme et la taille de l’oothèque varient selon les espèces de blattes (Roth, 1968 ; Tanaka, 1976) et le nombre d’œufs est fonction de l’âge de la femelle et des conditions environnementales (Gordon, 1996). La période d’incubation des œufs est également variable et dépend de la température et des espèces (Gunn, 1935 ; Willis et al., 1958 ; Roth & Stay, 1962 ; Tanaka, 1973 ; Barson & Rehn, 1983 ; Cochran, 1983 ; Durbin & Cochran, 1985). Nos observations montrent que les oothèques de L. decipiens sont plus petites que celles de B. germanica et ne dépasse pas cinq millimètres de long.
Chez L. decipiens, la femelle dépose son oothèque 25 jours environ avant l’éclosion des larves. Au moment de l’éclosion des larves, l’oothèque cède sous la pression combinée de nombreuses larves. Une fente apparaît le long de la ligne de moindre résistance, là où les deux moitiés de l’oothèque sont accolées et les larves s’échappent par cette fissure. Le nombre de larves de premier stade (L1) se trouvant dans les oothèques est étroitement corrélé avec les différents paramètres morphométriques. Comme c’est le cas chez B. germanica, le taux d’éclosion ne dépasse pas généralement 50% car les oothèques se trouvent souvent parasitées ou contiennent des embryons qui n’arrivent pas à maturité. Cela peut être dû aux conditions de température et d’humidité défavorables au développement des jeunes larves.

Le comportement alimentaire de L. decipiens :

Chez les insectes, les signaux odorants, parfois bien plus que les signaux visuels, jouent un rôle primordial dans la vie et la survie des espèces, les relations entre individus d’une même espèce ou d’espèces différentes, ou entre un individu et son environnement. Ce sont souvent des signaux chimiques qui guident l’insecte vers son lieu de ponte, ou vers les sources de nourriture, ce sont également des molécules en suspension dans l’air ambiant (molécules volatiles à propriétés odorantes) qui permettent à l’insecte de détecter le partenaire sexuel, de localiser ses prédateurs ou encore d’identifier ses congénères (Masson & Brossut, 1981).
Les blattes sont des insectes omnivores qui peuvent manger de tout; toutefois elles semblent préférer les hydrates de carbone (amidon et sucre) aux protéines et au gras. Dans la nature, les blattes forestières jouent un important rôle de décomposeurs. Elles participent au recyclage rapide de la matière organique en se nourrissant de végétaux, mais elles ne causent habituellement pas de dommages (Gordon, 1996).
Les insectes herbivores ont généralement le choix entre une grande variété de plantes qui seront, ou non, consommées. Les espèces spécialistes, ou oligophages, ne consomment qu’un petit nombre de plantes alors que les insectes généralistes, ou polyphages, consomment de nombreuses espèces de plantes appartenant à des familles différentes. Dans cette étude, nous avons mis en évidence que L. decipiens, affectionne particulièrement les feuilles d’eucalyptus fraiches ou en décomposition.
La détection de la nourriture par les insectes, en général, et par les blattes, en particulier, reste très peu connue. La sélection des plantes par les insectes polyphages consiste en une séquence comportementale en réponse à un ou plusieurs stimuli associés à une plante hôte ou à une plante non hôte (Staedler, 1976). Ces insectes sont attirés, entre autres, olfactivement grâce à l’odeur qui émane de la plante grâce aux nombreux récepteurs olfactifs localisés sur leurs palpes maxillaires et surtout leurs antennes (Visser, 1986). En cas de réponse positive à un stimulus olfactif, celle-ci provoque un mouvement orienté vers la source odorante qui peut se définir par sa vitesse et sa direction. L’efficacité d’un attractant est déterminée par la concentration initiale de la molécule au niveau de la source, la manière dont elle diffuse sur son support (air, sol, liquide) et les mécanismes internes d’orientation de l’insecte (Visser, 1986).
La nature chimique de l’hôte alimentaire est très peu étudiée et l’on ne peut expliquer l’attirance ou non des insectes par telle ou telle espèce végétale uniquement par un seul facteur comme, par exemple, la valeur nutritive de la plante ou la présence de nombreux alcaloïdes (composés connus pour être souvent répulsifs vis-à-vis des chenilles) (Raffauf, 1970; Miller & Feeny, 1983; Barbosa & Krischik, 1987). L’hypothèse la plus probable résulterait d’une interaction complexe entre les propriétés nutritives, physiques, et allélochimiques du feuillage (Saxena et al., 1976; Lechowicz & Jobin, 1983; Norris, 1986; Meyer & Montgomery, 1987).
Chez les Lépidoptères, comme les chenilles de Lymantria dispar, qui affectionnne particulièrement le chêne-liège, le comportement de recherche alimentaire varie en fonction du stade des larves (Ouakid, 2006 ; Fraval, 1989). Nous avons montré que la détection des odeurs des extraits des feuilles d’eucalyptus se fait également en fonction du stade de développement de L. decipiens et de l’état des feuilles extraites. Ainsi, les adultes sont plus attirés que les jeunes larves par des extraits de feuilles fraîches. L’attraction à distance des individus par les extraits hexaniques de feuilles nous permet de supposer que les molécules actives doivent être de nature plus ou moins apolaire. Récemment, Halfaoui (2010), a pu montrer que L. decipiens était également attiré par des extraits hexaniques de gland de chêne. Une analyse par chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse serait nécessaire afin d’identifier les différents composés chimiques constituant l’odeur des feuilles d’eucalyptus ou de glands. Nous pourrions alors sélectionner certains composés et les tester sur l’attraction des larves et des adultes de L. decipiens.

Le comportement sexuel de L. decipiens :

Chez les insectes vivant la nuit, l’attraction visuelle ne peut qu’intervenir que très sommairement (détection de mouvements, par exemple) et la rencontre des sexes est entièrement sous la dépendance d’un signal phéromonal émis par l’un ou les deux sexes.
Une phéromone est une substance, ou un ensemble de plusieurs substances (bouquet phéromonal), qui est émise à l’extérieur par un individu et qui, après avoir été perçus par un individu de la même espèce, provoque chez lui une réaction comportementale spécifique ou une modification physiologique (Masson & Brossut, 1981). Les phéromones sexuelles peuvent agir à distance ou nécessiter un contact avec la source émettrice. Il n’est pas rare que les deux types de signaux soient produits par la même espèce, soit par le même individu, soit par des individus différents (mâle et femelle, par exemple) (Farine et al., 2007).
Les blattes ont développé une véritable communication chimique, le comportement sexuel de celles-ci en est le reflet. Les différentes phases comportementales conduisant à l’accouplement débutent toujours par un comportement d’appel de l’un des deux sexes (Abed, 1993). Chez certaines espèces de blattes c’est le mâle qui attire la femelle; c’est le cas, par exemple de Leucophaea maderae et de Nauphoeta cinerea (Sirugue, 1992), B. orientalis (Barth, 1970 ; Abed et al., 1993 c), Eurycotis floridana (Farine et al., 1993, 1994) et Diploptera punctata (Gropeaux, 1994) mais il existe d’autres espèces, comme B. germanica (Tokro et al., 1993) ou, comme nous l’avons montré, L. decipiens, où c’est la femelle qui attire le mâle .
Chez les blattes, l’âge de la maturité sexuelle joue un rôle important dans le bon déroulement du comportement sexuel. Nos résultats montrent que tous les adultes de L. decipiens refusent de s’accoupler à l’émergence et qu’il faut attendre 10 à 15 jours pour qu’ils s’accouplent.
Le comportement sexuel commence souvent par une reconnaissance mutuelle des partenaires. L’importance du contact antennaire varie selon les espèces. Chez Blaberus craniifer, par exemple, les contacts antennaires sont de première importance pour qu’il y ait accouplement (Goudey-Perrière, 1987) alors qu’ils ne sont pas nécessaires chez les mâles de P. americana (Barth, 1970). Chez les mâles de N. cinerea, le contact avec un autre partenaire provoque, soit un comportement de parade s’il a reconnu une femelle, soit un comportement agressif, ou la fuite, s’il est en présence d’un autre mâle (Fenaux-Benderitter, 1994). Chez d’autres espèces, comme B. craniifer (Abed et al., 1993 a), de B. orientalis (Abed et al., 1993c), E. floridana (Farine et al., 1996) ou de Schultesia lampyridiformis (Cornette, 1997). la reconnaissance par contact provoque l’ouverture de l’atrium génital de la femelle et probablement l’émission de substances volatiles indiquant que la femelle accepte l’accouplement.
En présence de la femelle, le mâle adopte souvent une posture de parade spécifique à l’espèce afin de mieux exposer ses glandes tergales (Tokro, 1984 ; Gordon, 1996). La parade d’un mâle peut être déclenchée lorsqu’il touche de ses antennes une femelle. Chez L. decipiens, le mâle reconnaît une femelle après trois à dix contacts antennaires et commence à parader tout en étirant son abdomen. Cette séquence de parade se fait une à deux fois pendant plus d’une heure en moyenne. L’analyse par chromatographie en phase gazeuse des hydrocarbures cuticulaires, composés souvent impliqués dans la reconnaissance par contact, du fait de leur faible volatilité, a révélé qu’ils sont essentiellement constitués de plus de 22 composés majoritaires hydrocarbonés à plus de 36 atomes de carbones. Tous ces composés restent à identifier.
Le léchage des glandes tergales du mâle par la femelle constitue une séquence importante du comportement précopulatoire des blattes (Roth, 1969). Les zones glandulaires tergales (rides, mamelon) léchées, sont souvent associées à des touffes de soies mécanoréceptrices qui indiquent au mâle que la femelle se trouve dans une position propice à l’accouplement (Brossut & Roth, 1977). Chez B. orientalis et S. lampyridiformis, il existe des zones glandulaires sous la partie antérieure du tergite 1 et 9 et dont les sécrétions sont attractives pour les femelles (Abed et al., 1993 c ; Cornette, 1997). Chez L. decipiens, les glandes tergales sont situées sur le 6ème et le 7ème tergite du mâle.
La sécrétion des glandes tergales ne constitue pas uniquement un message sensoriel perçu par contact. Les palpes labiaux, surtout, sont constamment en mouvement, mais l’observation des pièces buccales montre que la sécrétion est non seulement léchée, mais également absorbée. Chez L. maderae, ces glandes tergales produisent des sécrétions riches en protéines, dites « aphrodisiaques » (Cornette, 2007). Le rôle essentiel des aphrodisiaques est de favoriser l’acceptation du mâle par la femelle. A ce jour, la nature chimique de ces sécrétions chez L. decipiens est inconnue et reste à déterminer.
Chez la majorité des blattes, au moment du léchage, le mâle recule sous la femelle et afin d’accrocher les pièces génitales de son phallomère. Une fois accouplé, sans quitter sa partenaire, le mâle effectue alors une rotation de 180°; les deux individus se retrouvent alors dos-à-dos. Le mâle et la femelle restent ainsi attachés par l’extrémité de leur abdomen plus ou moins longtemps (de quelques minutes à plusieurs heures), la semence du mâle passant dans le corps de la femelle (Gordon, 1996). Chez L. decipiens, notre étude montrent que l’accouplement dure deux à trois heures; par contre chez B. germanica elle ne dépasse pas une heure environ (Tokro, 1984).
Chez L. decipiens, une femelle déjà accouplée peut s’accoupler une deuxième fois, avant la ponte. Après la ponte, toutes les femelles testées refusent de s’accoupler. Un mâle peut s’accoupler avec 3 ou 4 femelles à la suite. Cependant, au laboratoire, nous avons pu noter que les taux d’accouplements avortés était relativement élevés chez L. decipiens et B. germanica (de 50% à 60) ce qui pourrait s’expliquer par des problèmes liées aux conditions de test (enceinte d’observation trop petite, bruit, température, humidité, etc…).
Il est souvent très difficile de déterminer ce qu’un insecte émet comme phéromone dans le milieu ambiant. Cependant, la nature chimique des sécrétions phéromonales de quelques espèces de blattes est connue. Par exemple, a phéromone sexuelle mâle de L. maderae comprend quatre composés majoritaires : l’hydroxy-3-butanone-2, qui attire les femelles à distance, le 2,3-butanediol dont le rôle est inconnu, et deux acides, l’acide sénécioïque, attractif à distance à forte concentration, et l’acide (E)-2-octénoïque au rôle indéterminé (Farine et al., 2007). En ce qui concerne la phéromone sexuelle femelle de L. decipiens, il semblerait que les composés actifs soient de nature plus ou moins apolaire puisqu’on peut les extraire au pentane ou à l’hexane. Les tests en olfactomètre bidirectionnel montrent que le pentane semble le meilleur solvant pour l’extraction de ces sécrétions et que plus on augmente la concentration de l’extrait en femelles, plus l’attraction des mâles est rapide.

Table des matières

Introduction
Matériel et Méthodes
1- Les blattes forestières
1.1- La région d’El-Kala
1.2- La région de Seraïdi
1.3- La région de Ouled Bechih
1.4- Le site d’eucalyptus de Sidi Amar
2- Les blattes urbaines
Résultats
1- Les blattes forestières
1.1- Loboptera decipiens
1.2- Ectobius kervillei et Ectobius sp.
2- Les blattes urbaines
2.1- Les blattes récoltées dans les hôpitaux
2.2- Les blattes récoltées dans les habitations
Discussion
1- Les blattes forestières
1.1- Loboptera decipiens
1.2- Ectobius kervillei et Ectobius sp.
2- Les blattes urbaines
2.1- Periplaneta americana
2.2- Blattella germanica
2.3- Blatta orientalis
2.4- Supella longipalpaChapitre 2
Introduction
Matériel et Méthodes
1- Loboptera decipiens
2- Cycle de vie dans la nature
3- Etude de l’habitat naturel
4- Potentiel reproducteur
5- Comportement alimentaire
5.1- Préparation des extraits de feuilles d’eucalyptus
5.2- Tests en olfactomètre (tube en Y)
6- Comportement sexuel
6.1- Elevage des adultes isolés (adultes naïfs)
6.2- Tests en enceinte close
6.3- Tests en olfactomètre (tube en Y)
6.4- Analyse physicochimique des hydrocarbures cuticulaires
7- Analyse des données
Résultats
1- Cycle de vie de L. decipiens dans la nature
1.1- Dans les subéraies du PNEK et de l’Edough
1.2- Dans la forêt de Sidi Amar
2- Bioécologie de L. decipiens
2.1- Les oothèques
2.2- Les différents stades de développement
a/ Le premier stade larvaire (L1)
b/ Le deuxième stade larvaire (L2)
c/ Les troisième et quatrième stades larvaires (L3, L4)
d/ Le cinquième stade larvaire (L5)
e/ Le stade adulte3- Etude de l’habitat naturel de L. decipiens
3.1- La litière des subéraies du PNEK et de l’Edough (chêne- liège)
a/ Composition de la litière
b/ Caractéristiques physicochimiques de la litière
3.2- La litière d’eucalyptus de Sidi Amar
a/ Composition de la litière
b/ Caractéristiques physicochimiques de la litière
4- Potentiel reproducteur de L. decipiens
5- Comportement alimentaire de L. decipiens
6- Comportement sexuel de L. decipiens
6.1- Les différentes séquences conduisant à l’accouplement
a/ L’attraction du mâle par la femelle
b/ La reconnaissance des deux partenaires par contacts antennaires
c/ La parade du mâle
d/ Le léchage des tergites du mâle par la femelle
e/ L’accouplement
6.2- Cas des accouplements réussis
6.3- Cas des accouplements avortés
6.4- Etude de l’attraction des mâles par les femelles (olfactomètre en Y)
6.5- Analyse chimique des hydrocarbures cuticulaires (CPG)
Discussion
1- Le cycle de vie de L. decipiens
2- Le potentiel reproducteur de L. decipiens
3- Le comportement alimentaire de L. decipiens
4- Le comportement sexuel de L. decipiens
Introduction
Matériel et Méthodes
1- Blattella germanica
2- Etude des populations dans les sites urbains
3- Elevage de masse
4- Elevage des adultes isolés
5- Potentiel reproducteur
6- Traitements des adultes
6.1- Les biopesticides utilisés
a/ Le Spinosad
b/ Le Bacillus thuringiensis var. kurstaki (Bt)
6.2- Mode opératoire
a/ Le Spinosad
b/ Le Bacillus thuringiensis var. kurstaki
c/ La synergie spinosad et Bt var. kurstaki
7- Effet des traitements sur le comportement sexuel
7.1- Description du comportement sexuel
a/ L’attraction à distance des mâles par les femelles
b/ La reconnaissance mutuelle après contacts antennaires
c/ Le comportement de parade du mâle
d/ Le léchage des glandes tergales du mâle par la femelle
e/ L’accouplement
7.2- Etude des différentes séquences comportementales
7.3- Tests en olfactomètre en Y
7.4- Préparation des extraits
8. Etude des hydrocarbures cuticulaires
8-1. Extraction des hydrocarbures
8-2- Analyse chimique des extraits (CPG)9- Analyses Statistiques des résultats
9.1- Traitement des adultes
9.2- Rôles des biopesticides sur le comportement
Résultats
1- Etude des populations dans les sites urbains
2- Potentiel reproducteur
3- Comportement sexuel
3.1- Accouplement réussis
3.2- Accouplement avortés
3.3- Accouplements Nuls
3.4- Attractivité à distance d’extraits totaux d’adultes (olfactomètre en Y)*
4- Les hydrocarbures cuticulaires des adultes
5- Toxicité du spinosad sur les adultes
5.1- Effet du spinosad sur la mortalité des mâles
5.2- Effet du spinosad sur la mortalité des femelles
5.3- Paramètres toxicologiques du spinosad
6- Toxicité du B. thuringiensis var. kurstaki (Bt) sur les adultes
6.1- Effet du Bt sur la mortalité des mâles
6.2- Effet du Bt sur la mortalité des femelles
6.3- Paramètres toxicologiques du Bt
7- Action synergique du spinosad et du Bt sur les adultes
7.1- Effet synergique sur la mortalité des mâles
7.2- Effet synergique sur la mortalité des femelles
7.3- Paramètres toxicologiques du spinosad et du Bt utilisé en synergie
8- Rôle d’une concentration sublétale (25 mg/l) de spinosad sur le comportement sexuel
8.1- Taux d’accouplement
8.2- Premier contact antennaire
8.3- Parade du mâle
a/ Effets sur le nombre de parades
b/ Effets sur le temps de la première parade
8.4- Léchage du mâle par la femelle
8.5- Nombre de tentatives d’accouplementa/ Effets sur la première tentative d’accouplement
9- Rôle d’une concentration sublétale (1g/l) de Bt var. kurstaki sur le comportement sexuel
9.1- Taux d’accouplement
9.2- Premier contact antennaire
9.3- Parade du mâle
a/ Effets sur le nombre de parades
b/ Effets sur le temps de la première parade
9.4- Léchage du mâle par la femelle
a/ Effets sur le nombre de léchages
b/ Effets sur le temps de premier léchage
9.5- Nombre de tentatives d’accouplement
a/ Effets sur le nombre de tentatives d’accouplement
b/ Effets sur la première tentative d’accouplement
10- Rôle des concentrations sublétales d’un mélange de spinosad (25 mg/l) et de Bt var. kurstaki (1g/l) sur le comportement sexuel
10.1- Taux d’accouplement
10.2- Premier contact antennaire
10.3- Parade du mâle
a/ Effets sur le nombre de parades
b/ Effets sur le temps de parade
10.4- Effets sur le léchage du mâle par la femelle
a/ Effets sur le nombre de léchages
b/ Effets sur le temps du premier léchage
10.5- Effets sur l’accouplement
11- Rôles des différents traitements sur l’attraction à distance des adultes (olfactomètre en Y)
11.1- Le Spinosad (25 mg/l)
11.2- Le Bt (1g/l)
11.3- La synergie spinosad (25mg/l) et Bt (1 g/l)
12- Effets des biopesticides sur les hydrocarbures cuticulaires des adultes
12.1- Effets du spinosad sur les mâles
12.2- Effets du spinosad sur les femelles
12.3- Effets du Bt (1 g/l) sur les mâles12.4- Effets du Bt (1 g/l) sur les femelles
12.5- Rôle du mélange spinosad (25mg/l) / Bt (500 mg/l) sur les mâles
12.6- Rôle du mélange spinosad (25mg/l) / Bt (500 mg/l) sur les femelles
12.7- Traitement statistiques des résultats
Discussion
1- Structure de la population et potentiel reproducteur de B. germanica
2- Utilisation de biopesticides comme moyen de lutte contre B. germanica
3- Perturbations du comportement sexuel de B. germanica par les biopesticides
Conclusion générale
Résumés
Références bibliographiques

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