Amplification de l’ADN par la technique PCR-ISSR

Amplification de l’ADN par la technique PCR-ISSR

Biologie des mousses

Les bryophytes sont le second plus grand groupe du règne végétal. Elles sont des plantes omniprésentes, de petites tailles, persistantes écologiquement grâce à leur capacité à coloniser différents types de substrats comme les rochers, le sol, les troncs et les feuilles des arbres ainsi que le bois mort. Elles comprennent plus de 15 000 espèces (Frahm, 2009). Elles ont évolué distinctement des algues et des plantes  vasculaires pour occuper maintenant un phylum (Frahm, 2009). Des études récentes sur 1′ ultrastructure et la diversité génétique confirment que les bryophytes renferment trois lignées évolutives séparées: les mousses (Classe Bryophyta), les hépatiques (Classe Marchantiophyta) et les anthocérotes (Classe Anthocerotophta) (Shaw et al.,
2011 ). La taille de génome des mousses est moins variable que celle des angiospermes.
L’examen de 273 accessions issues de 132 taxons différents montre que la variation de l’ADN est de 12 fois le contenu du génome haploïde, comparativement à 1000 fois chez les angiospermes (Voglmayr, 1998, 2000). Plus de 80% des espèces de mousses déjà étudiées ont un génome haploïde et le nombre de chromosomes varie d’une espèce à l’autre (par exemple Dicranumfuscescens n=12, Tetraphis pellucida n=7).
Leur cycle de vie se caractérise par 1 ‘alternance de deux phases, une phase gamétophytique haploïdique (n) pérenne où se fixe la seconde phase sporophytique annuelle qui est diploïde (2n). Quand il s’agit du mode sexué, le cycle commence par le gonflement de 1 ‘anthéridium qui s’ouvre pour libérer les anthéridies haploïdes, des spermatozoïdes (n), peu importe le système d’accouplement, monoïque ou dioïque (Figure 1.1 ), les anthéridies atteignent les archégones qui sécrètent un mucilage pour les piéger et facilitent ainsi la fécondation. La dispersion des spermatozoïdes se fait sur de distances relativement courtes, habituellement de quelques millimètres à quelques centimètres (Andersson, 2002; Wyatt, 1992), mais parfois sur plus de quelques mètres (V an der V el de et al. , 2001 b ). Un zygote à 2n se forme et la division réductionnelle produit des sporogones. La croissance des sporophytes se termine par la formation des spores haploïdes dans la capsule. À maturité, la capsule se dessèche entraînant son
ouverture et la dispersion des spores par le vent (Figure 1.2).
La dispersion des spores des bryophytes n’est pas encore bien comprise. Certaines études révèlent qu’une fi:action significative des spores se disperse à quelques mètres (Lonnell et al., 20 12; Pohjarno et al., 2006). En revanche, d’autres travaux ont montré que plusieurs espèces de b1yophytes se dispersent efficacement sur plusieurs kilomètres (Lobel et al., 2006; Sundberg et al., 2006; Miller et McDaniel, 2004). Les données empüiques sur les distances réelles de dispersion des spores, spécialement sur de longues distances, demeurent jusqu’à présent fi:agmentaires (Cain et al., 2000). Les conditions environnementales dont entre autre le vent (Nathan et al., 2002) ainsi que la morphologie des spores (forme, taille, poids) (Garns, 1973) influencent leur potentiel
de dispersion. Différents auteurs suggèrent que les spores dont la taille v mie de 1 0-50 J..LIIl (Hill et al., 2007) sont plus faciles à disperser. Une fois la spore déposée sur un substrat, deux trajectoires sont possibles.

Espèces étudiées: Tetraphis pellucida etDicranumfuscescens

Tetraphis pellucida est une espèce typique de 1 ‘hémisphère nord qui colonise le bois  mort et la surface des troncs d’arbre (Figure 1.3 a et b ). Cette espèce est à reproduction  mixte (Müller et Frahm, 1987). Elle peut se reproduire aussi bien à l’aide de spores  (mode sexué) que des gemmae (mode asexué). L’adoption d’un mode de reproduction n’est pas reliée aux conditions environnementales, mais plutôt à la densité de la colonie (Kimmerer, 1991a, 1991b). À faible densité une colonie se multipliera davantage de façon asexuée, par des gemmae, alors qu’à forte densité la reproduction sexuée sera privilégiée (production de sporophyte). La flexibilité dans le mode de reproduction pourrait accroître la capacité de cette espèce à persister dans un environnement changeant et lui confère une capacité compétitive remarquable pour exploiter le milieu (Kimmerer, 1991b, 1993). La distance de dispersion via des spores varie de quelques
centimètres jusqu’à 2 mètres (Kimmerer, 1991b). En contrepartie, la dispersion végétative via des gemmae peut atteindre jusqu’à 10 cm grâce au transport de celles-ci par l’eau de pluie ou des invertébrés (Kimmerer, 1991a).
Dicranumfuscescens est une espèce boréo-montagnarde très répandue en Amérique du Nord. C’est une mousse de taille moyenne à grande (jusqu’à 10 cm) (Figure 1.3 cet d).
Les plants femelles de cette espèce sont plus grands que les plants mâles et sont portés soit sur le même pied (monoïque) soit sur deux pieds séparés (dioïque) (Bellolio de Trucco, 1978). La reproduction végétative spécialisé est presque absente ou occasionnelle (Bellolio de Trucco, 1978). Elle se fait via des pseudophylles caduques et très rarement via des tubercules des rhizoïdes. En revanche, la reproduction sexuée se fait par des spores dont la taille varie de 14 à 24 ).!ID (Müller et Frahm, 1987).

 Répartition spatio-temporelle des mousses

La répartition spatiale des bryophytes dans l’habitat dépend de la capacité de chaque espèce à s’établir et se multiplier. La répartition des populations des bryophytes varie considérablement à l’échelle spatiale, dont la taille d’occupation de milieu peut varier de quelque cm2 jusqu’à des km2 dans les marais et les forêts (Sôderstrôm, 1988; Sôderstrôm et Herben, 1997). Certaines espèces colonisent des troncs d’arbres en décomposition dans les forêts d’épinettes où la microrépartition est reflétée par la répartition du bois mort dans les peuplements forestiers (Sôderstrôm et Herben, 1997).
Les habitats susceptibles d’être colonisés par les bryophytes peuvent être disponibles soit en permanence comme les tourbières et les roches soit pour une durée limitée, comme le bois mort et les excréments d’animaux. De façon générale, la disparition des substrats entraine l’extinction locale de la population (Marino, 1991; Sôderstrôm, 1988). Toutefois, 1′ extinction peut être observée aussi dans des localités où les substrats sont toujours présents. Plusieurs espèces disparaissent individuellement sur le bois mort en décomposition avant même la disparition complète du substrat. Chez Ptilidium pulcherrimum, une colonie sur cinquante, disparait sur une période de quatre ans (Jonsson et Sôderstrôm, 1988). Dans de telles conditions, l’extinction peut être due à des évènements aléatoires dans la dynamique de la population ou à une force externe
(Sôderstrôm et Herben, 1997), comme le piétinement d’un orignal (Jonsson et Sôderstrôm, 1988).
L’habitat de certaines mousses se trouve fragmenté et discontinu dans le temps et dans l’espace (Herben et al., 1994). Cette dynamique spatio-temporelle limite ainsi la capacité de certaines espèces à se maintenir à l’intérieur d’un tel système. La persistance d’une espèce dans ces conditions dépend des processus de colonisation/extinction de la population à l’intérieur et entre les microhabitats (Hanski, 1982; Verboom et al., 1991). La survie d’une espèce dans un milieu naturellement perturbé exige que 1′ extinction des populations ne soit pas synchrone, mais un
processus aléatoire (stochasticité d’extinction). Plusieurs études ont été faites pour expliquer les processus d’extinction, d’immigration et la dynamique des populations dans ces conditions (Hanski, 1994; Sôderstrôm et Herben, 1997; Sôderstrôm et Jonsson, 1992). La plus connue est la théorie de la biogéographie insulaire (MacArthur et Wilson, 1967). Suivant cette théorie le nombre et la richesse des espèces présentes sont étroitement liés à la taille de 1 ‘habitat. La dispersion ne dépend pas uniquement d’une seule source, mais plutôt de tous les habitats présents dans le milieu. La persistance d’une espèce dans ce milieu dépend des conditions de l’habitat (la taille, la
durée, la disponibilité et la distance entre les différents habitats) et de la dynamique de l’espèce (dans 1 ‘habitat et entre les habitats). Dans 1 ‘habitat, la dynamique de la population est régie par le taux de croissance, la production des diaspores et la dispersion locale. Entre les habitats, elle est déterminée par la production des spores, la capacité de franchir les barrières et la capacité de coloniser un nouvel habitat.
L’ensemble des populations présentes dans le milieu forme la métapopulation (Levins, 1969). Ce terme fait référence à un ensemble des populations locales indépendantes, interconnectées, entre lesquelles existent des flux d’individus (Hanski et Gilpin, 1991).
Les populations restent interconnectées par des taux de migration relativement élevés, le flux de gènes empêche une baisse de la variation génétique et une grande partie de la diversité génétique peut être conservée (Hanski, 1999). La dynamique à 1 ‘échelle de la métapopulation affecte les interactions interspécifiques comme la compétition (Bengtsson, 1991; Levins et Culver, 1971) et également la structure génétique de populations (Hanski et Gilpin, 1991; Levins, 1969).

Table des matières

AVANT-PROPOS
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
RÉSUMÉ
INTRODUCTION GÉNÉRALE
CHAPITRE I PROBLÉMATIQUE ET ÉTAT DES CONNAISSANCES
1.1 Introduction
1.2 Espèces étudiées: Tetraphis pellucida et Dicranum fuscescens
1.3 Répartition spatio-temporelle des mousses
1.4 Diversité génétique des mousses et flux de gène
1.5 Objectif.
1.6 Questions de recherche et hypothèses
CHAPITRE II LES MODES DE REPRODUCTION ET DE DISPERSION INFLUENCENT-ILS LA DIVERSITÉ GÉNÉTIQUE CHEZ LES BRYOPHYTES, TETRAPHIS PELLUCIDA ET DICRANUM FUS CES CENS 
RÉSUMÉ
2.1 Introduction
2.2 Matériel et méthodes
2.2.1 Sites de collecte et échantillonnage
2.2.2 Analyse génétique
2.2.2.1 Extraction de l’ADN
2.2.2.2 Amplification de l’ADN par la technique PCR-ISSR
2.2.2.3 Électrophorèse sur gel d’agarose
2.2.3 Analyses des marqueurs ISSRs
2.3 Résultats
2.3.1 Taux de polymorphisme des marqueurs ISSRs
2.3.2 Diversité allélique et haplotypique
2.3.3 Diversité génétique des populations
2.3.3.1 Richesse et diversité allélique
2.3.3.2 Variance génétique
2.3.4 Diversité génétique à l’échelle des placettes
2.3.4.1 Richesse et diversité allé li que
2.3.4.2 Variance génétique
2.4. Discussion
2.4.1 Variation génétique
2.4.2 Structure génétique des populations
2.5. Conclusion
Références bibliographiques
CONCLUSION GENERALE
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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