Soutenance mémoire
OSO FARMING LGA
I. Description : C’est une entreprise franche qui fait partie du groupe R&O, Seafood Gastronomy. La société est constituée de trois grandes unités de production dont l’écloserie, la ferme et l’usine de conditionnement. L’écloserie reçoit des géniteurs pêchés en mer, et produit des postlarves. Ces derniers sont expédiés à la ferme. La ferme possède 42 bassins de 10 ha chacun dans lesquels s’opère l’élevage des postlarves en deux stades physiologiques dont le prégrossissement et le grossissement (LGA, 2005). Au total, l’exploitation abrite environ 900 salariés dont la majorité est recrutée localement. Cela a pour avantage d’entretenir l’environnement social, en créant des travaux pour les habitants locaux. La construction de diverses infrastructures publiques locales (école, dispensaire, réseaux routiers…) constitue aussi un moyen d’intégration sociale de la société au niveau de la région. L’aquaculture de crevettes, destinées à l’exportation, est l’activité principale de l’OSO FARMING LGA. La société a débuté son activité en 2001 avec l’élevage de crevettes standardisées. La construction a débuté le mois de Juin de l’année. C’est en Octobre 2002 que la société a réalisé sa première exportation. L’année 2007, la société a mis en place la production « bio » avec la certification officielle « AB ». C’est la première ferme crevetticole qui a obtenu cette certification au niveau mondial. De ce fait, certaines exigences doivent être bien respectées, suivant le cahier de charge de l’AB comme la limitation de l’utilisation des antibiotiques, le respect du bien-être des animaux, de la nature, et de l’environnement (Anonyme, 2014). L’exploitation est implantée dans la partie Nord-Ouest du pays, dans le district d’Ambilobe (Figure n°1). Elle se situe à 35 km d’Ambilobe, et à 140 km d’Antsiranana. La route menant à la ferme est boueuse pendant la saison de pluie. Ainsi, la circulation se fait seulement par bateau. C’est pendant la saison sèche (mois de Mai jusqu’au mois d’Octobre) que l’exploitation est accessible en voiture. L’aquaculture de crevettes nécessite une zone à climat chaud, et avec une faible amplitude thermique (CHARMANTIER, 1986). Le climat local permet d’élever l’espèce P. monodon. Les températures pendant le matin vers 2h30 et l’après-midi vers 14h30 ont été mesurées pendant deux années successives (2012 et 2013) (figure n°2). Il est à noter que la température pendant le matin (vers 02 h 30 mn) ne descend pas au dessous de 20°C pendant toute l’année. Tandis que pendant l’après-midi, vers 14 h 30 mn, elle ne dépasse pas 34°C sauf pour le mois d’Octobre. Or, le mois de Novembre a montré des températures pouvant atteindre plus de 34°C. La température et la salinité de l’eau, ainsi que d’autres facteurs de choix de l’implantation, sont optimales pour permettre l’élevage (LGA, 2010).
II. Fonctionnement : Faisant face au contexte actuel auquel se heurte la pénéiculture et compte tenu de la virulence de l’agent pathogène (WSSV) responsable de la maladie des points blancs, la biosécurité au sein de la société a été renforcée pour une meilleure assurance qualité de la production. Certes, la maladie n’est pas transmissible à l’homme mais elle est source d’une perte économique considérable. Par constatation dans divers pays contaminés, la propagation se fait très vite, région par région et les virus y restent durablement (Anonyme, 2014). A chaque entrée du site, il y a des pédiluves et des rotoluves pour la décontamination. Des pédiluves sont également présents dans chaque département de production, et les mains sont obligatoirement imprégnées d’alcool 70° ou 90° avant d’entrer. Parallèlement, un laboratoire de biologie moléculaire pour l’analyse PCR sur le virus a été mis en place en 2012. Les larves et l’hémolymphe des géniteurs sont analysés dans ce laboratoire pour détecter la présence du virus. Avant l’entrée des géniteurs dans l’écloserie, un échantillon d’hémolymphe est prélevé, et analysé au niveau du laboratoire PCR pour diagnostiquer la présence de WSSV. En outre, la mise en place d’une extension de l’écloserie, en vue d’élever des crevettes résistantes à White spot est en cours. Cette utilisation de stock de géniteurs reproduits et élevés au sein de l’exploitation fait partie de l’amélioration de la biosécurité. Les objectifs sont de diminuer les risques de contamination microbienne en provenance du milieu naturel, d’accroître la production, et de réduire la demande en géniteurs issus du milieu naturel.
Penaeus monodon
I. Classification : L’espèce Penaeus monodon est souvent appelée « crevette géante tigrée ». C’est l’espèce de crevettes la plus largement élevée dans le monde (GOGUENHEIM, 2012). La consommation mondiale atteint 950 000 tonnes par an, dont 2/3 sont en provenance des pays asiatiques, comme la Thaïlande, le Viêt-Nam, l’Indonésie, l’Inde, les Philippines, la Malaisie, et le Myanmar (Anonyme, 2014). L’espèce appartient au :
– Règne : Animalia
– Embranchement : Arthropoda
– Sous-embranchement : Crustacea
– Classe : Malacostraca
– Sous-classe : Eumalacostraca
– Super-ordre : Eucarida
– Ordre : Decapoda
– Sous-ordre : Dendrobranchiata
– Super-famille : Penaeoidea
– Famille : Penaeidae
– Genre : Penaeus
– Espèce : monodon
– Nom vernaculaire : makamba, gambas, langostino, shrimps
II. Morphologie : Ainsi, la crevette élevée appartient à la classe des Crustacés, et à l’ordre des Décapodes qui regroupent les crustacés comestibles (crevettes, camarons, langoustes, crabes, homards,…) (CAUVIN, 2004). En effet, les Arthropodes sont caractérisés par la présence d’appendices articulés et un exosquelette qui effectue périodiquement le phénomène de mue pour son développement et sa croissance en taille (Figure n°3). Pour l’espèce P. monodon, elle se distingue des autres espèces pénéides par leur grande taille. C’est une espèce tropicale qui peut atteindre jusqu’à 35 cm de longueur. Le dimorphisme sexuel peut être observé par la présence d’un petasma pour les mâles, et d’un thélycum pour les femelles.
III. Cycle biologique: En milieu naturel, les crevettes mènent une vie planctonique pendant les phases larvaires. Au stade juvénile, l’espèce migre vers les zones intertidales ou estuariennes et commence à mener un mode vie benthique. Tandis qu’au stade subadulte, elle retourne en mer et les femelles pondent leurs œufs dans les zones démersales au stade adulte c’est-à-dire à maturité sexuelle (Figure n°4). Ainsi, les œufs éclosent pour donner les larves au stade nauplius. Cette ponte dure environ 12 h. Les nauplii issus de ces œufs mesurent 0,1 mm. Six stades nauplius, 3 stades Protozoé ou Zoé (Z1, Z2, et Z3), et 3 stades Mysis (M1, M2, et M3) sont observés pendant le développement larvaire. La larve M3 se métamorphose en PostLarves après une mue. A ce stade, les larves mesurent 0,5 à 2 mm de longueur. L’ensemble de ces stades dure 20 j. Lorsque les crevettes ont acquis leur formule rostrale définitive, ils sont qualifiés de juvénile, et vont migrer vers les zones intertidales ou estuariennes. Le stade juvénile dure 15 j. Les crevettes ont une taille de 2,2 à 11 mm. La différence de taille entre le mâle et la femelle commence à s’accentuer. Les femelles sont beaucoup plus grosses que les mâles. Quand les organes reproducteurs sont formés, les crevettes sont qualifiées de subadultes. C’est à ce stade qu’elles retournent en mer. Il est caractérisé par le commencement de la maturité sexuelle. Les crevettes sont qualifiées d’adultes quand elles sont capables de se reproduire, et atteignent un certain poids (35 g pour les mâles et 70 g pour les femelles). Ce sont ces crevettes adultes qui sont pêchées par les pêcheurs locaux (figure n°4). Elles sont collectées par la société pour servir de géniteurs au sein de l’écloserie. Cette dernière assure ensuite la reproduction, la maturation des femelles, la ponte et l’éclosion d’œufs, et la production de postlarves (GUILLAUME, 1988).
IV. Exigences de l’espèce : L’espèce P. monodon est dotée d’une certaine faculté d’adaptation pour un développement et une croissance satisfaisante. Un certain seuil de tolérance peut être observé en ce qui concerne les facteurs physico-chimiques de son milieu de vie (Tableau n°1). Dans le cas de la société LGA, les caractéristiques de la zone d’élevage répondent aux exigences de l’espèce P. monodon. Particulièrement, la variation de la température locale de la figure n°2 (minimale = 22°C ; maximale = 34°C) est comprise entre la fourchette du seuil de tolérance indiquée (Tableau n°1). En outre, la salinité de la mer dans cette zone d’implantation varie entre 34 et 35‰ (LGA, 2010). Par contre, le taux d’oxygène fait défaut dans cette zone surtout pendant la nuit suite à la présence massive de certaines algues dans le milieu. L’oxygène dissous dans les bassins d’élevage subit des fluctuations en fonction du niveau de consommation ou de production par le phytoplancton. Les algues produisent du gaz carbonique pendant la nuit, par le phénomène de la photosynthèse. En effet, le manque d’oxygène s’accentue pendant cette période. Comme solution, les besoins en oxygène peuvent être fournis artificiellement par utilisation de surppresseurs ou des roues rotatives pour les bassins. Au niveau des bacs d’élevage, ce sont les surppresseurs qui assurent l’oxygénation. En outre, le pH de l’eau joue un rôle important dans l’aquaculture de crevettes. C’est un indicateur de qualité de l’eau. En condition marine, le pH est stable. Ce pH se maintient entre 7,5 et 8,5.
Elevage en écloserie
I. Généralités : L’écloserie d’OSO FARMING, sise à Ambovonaomby, assure la reproduction des géniteurs, et principalement la production de postlarves servant à ensemencer les bassins d’élevage de la ferme à Ampapamena. La production se distingue par cycle. Chaque cycle est séparé par un vide sanitaire total durant 4 j. Le vide sanitaire a pour objectif de diminuer les risques de contamination ou d’infestation pathologiques après un degré de virulence de production. L’écloserie assure la production de 130 millions de PL/an environ, pour pouvoir produire environ 1600 tonnes de crevettes par an (LGA, 2010). L’eau de mer, l’eau douce, et l’air (pour l’oxygénation) sont indispensables pour la production. Une rupture ou une panne d’approvisionnement de l’un de ces trois éléments peuvent avoir une conséquence néfaste sur la production. D’où, la nécessité d’un bon entretien des matériels électriques et mécaniques par les équipes « maintenance ». L’approvisionnement en air est assuré par des surpresseurs L’eau de mer est pompée, puis décantée, et enfin filtrée. Après décantation, l’eau de pompage passe dans des réservoirs. Puis, elle est distribuée dans chaque département de production. L’eau douce sert à opérer la dessalure de l’eau d’élevage (eau de mer), et à nettoyer les matériels de production. La baisse de la salinité est nécessaire, surtout pendant l’élevage larvaire et l’élevage en nursery, pour l’acclimatation puisque les PL sont ensemencés au niveau des bassins à faible salinité au niveau de la ferme (AUTRAND et ARRIGNON, 1990). L’eau douce passe par différents traitements (dechloration,…) avant d’être utilisée afin de la purifier et d’enlever les diverses particules s’y trouvant en suspension. Les travaux débutent au moment de l’acquisition des géniteurs issus de la ferme ou collectés auprès des pêcheurs locaux (Figure n°5). Les géniteurs sont mis dans des cuves de 200 l, oxygénés et puis amenés rapidement dans le bateau de l’écloserie. Les critères d’appréciation des géniteurs sont : leur état général (en bon état), leur activité (actif ou faible), leur poids (60 à 90 g pour les mâles, et 80 à 120 g pour les femelles) et leur apparence saine (sans nécrose ni parasites) (AVALLE et RAKOTOVAO, 1994). Ensuite, ils sont transférés dans les bassins de stockage des géniteurs. Toutefois, il se trouve que la collecte des géniteurs auprès des pêcheurs locaux constitue un risque de transfert de maladies au sein de la ferme. Les géniteurs sont soient pêchés dans le milieu naturel, soient issus de l’élevage. Les géniteurs issus du milieu naturel sont directement élevés dans la salle de maturation dans le cas où des bacs de l’élevage larvaire sont libres. Sinon, les géniteurs pêchés en milieu naturel sont d’abord stockés et élevés. La densité ne dépasse pas 3 géniteurs par m², avec une température de 25 à 30°C, et une salinité de 25 à 30‰. Le renouvellement d’eau est de 10 à 15% par jour. L’activité photosynthétique du phytoplancton dans les bassins permet l’approvisionnement d’O2 des crevettes. Par contre, pendant la nuit, le taux d’oxygénation reste très faible à cause de la consommation d’O2 et le dégagement de CO2 fait par le phytoplancton (CHARMANTIER, 1986). Ainsi, les roues rotatives d’oxygénation sont mises en marche pendant la nuit. Les géniteurs sont acclimatés dans les bassins de stockage pendant environ 20 j. Ils sont alimentés 3 fois par jour, avec des granulés et d’aliments frais tels que les crabes, et les moules. Une fois que les critères d’appréciation sont satisfaits, les géniteurs sont pêchés pour être transférés dans la salle de maturation ou au niveau du département floc. Le niveau d’eau doit être mis à bas (à environ 1 m), puis la pêche s’effectue à l’aide des éperviers. Ils sont mis ensuite dans des bacs, et alimentés en oxygène.
II. Maturation : La maturation aboutit à l’obtention de femelle prête à pondre (ANDRIANAVALINA, 1999). En général, le département maturation vise à produire des nauplii de bonne qualité. Il est obligatoirement associé au département ponte et éclosion. Elle a comme sous-objectifs de fournir les conditions exigées par l’espèce pour le bon développement des gonades et une meilleure reproduction. Le poids requis est de 60 g au minimum pour les mâles, et de 90 g au minimum pour les femelles. Les géniteurs sont mis dans une obscurité totale, avec une photopériode éventuelle (ANDRIANJAKA, 2012) (lumière fortement réduite du 5h du matin jusqu’au 17h dans le but d’imiter le milieu naturel), dans des bacs circulaires de 15m3 chacun. L’eau de mer est filtrée à 1µ. Pendant cette phase, il faut minimiser le stress pour un bon développement de l’oogenèse : minimiser le passage dans la salle de maturation et éviter les entrées sans motifs, élever à basse densité (moins d’une crevette par m²), avoir le calme total dans la salle, éteindre les appareils mobiles avant l’entrée dans la salle car ces appareils créent des interférences qui peuvent provoquer un arrêt de ponte chez les femelles. La taille des animaux utilisés en maturation est importante. Il est souvent préférable de récolter 500 000 œufs d’une femelle de 120 g, jeune et en pleine santé, que 1 000 000 d’œufs d’une femelle de 250 g vieille et nécrosée (LGA, 2010). Les paramètres à considérer sont : la température (30°C), la lumière (obscurité), la salinité (25‰), et l’alimentation (diversifiée : crabes, moules, calmar, huître, Anadara spp,…). Le sex-ratio est de 1/1 (ROBERT, 1987). Pour transférer les femelles dans la salle de ponte, il faut considérer si elles sont prêtes à pondre ou non par appréciation visuelle (Figure n°6). La maturation des femelles s’apprécie par le développement de la gonade située au niveau du premier segment abdominal. Ce développement est caractérisé par la présence d’un gonflement épais de couleur noire sur le segment. Le transfert vers la zone de ponte a lieu s’il y a début de renflement (stade III) ou un fort renflement (stade IV) de cet organe (AVALLE et al, 2003). Les femelles sont prêtes à pondre. Ce renflement est visible par observation directe à l’aide d’une lampe de poche étanche en éclairant verticalement le premier segment par cette lampe. La sélection des femelles se fait pendant la soirée vers environ 18 h pour que la femelle puisse pondre pendant la nuit (ANDRIANAVALINA, 1999). La température et la salinité doivent être stables. Une variation brusque peut avoir un effet néfaste à la maturation des femelles. Un fort renouvellement d’eau contribue à faciliter les mues des géniteurs (RAKOTOARISOA, 2008).
III. Ponte : Ce département assure la production de nauplii. Une fois les femelles matures, elles sont transférées dans la salle de ponte le soir vers 18 h pour qu’elles puissent pondre pendant la nuit. Les femelles matures seront pêchées à l’aide d’une épuisette et sont transférées dans la salle de ponte. L’eau de mer est filtrée à 1 micron. Chaque pondoir cylindro-conique de 300 l reçoit une femelle. L’observation des états de la ponte (figure n°7) se fait le matin. Le lendemain matin vers 6 h, les femelles sont observées afin de noter si elles ont pondu, ou ont pondu partiellement, ou n’ont pas pondu du tout. Pour ce faire, il faut observer à la lumière la présence des œufs (opaques) dans l’abdomen de la femelle (figure n°7). Les femelles qui ont pondu sont à peser et sont remises dans son bac de maturation d’origine. La récolte des œufs se fait par siphonage à partir du fond conique du pondoir. Les œufs sont filtrés et transférés dans les éclosoirs. Les femelles sont marquées afin de suivre son origine (N° bac de maturation), et de connaître le rang de sa ponte pour apprécier le nombre d’œufs qu’elles ont pondus. Elles sont remises dans la salle de maturation pour attendre la maturation suivante. Les taux de fécondation et d’éclosion sont déterminés. Ils permettent l’appréciation des géniteurs si les facteurs physico-chimiques ne sont pas les facteurs limitants (HIS et ROBERT, 1989). Il faut faire en sorte de ne pas trop varier la température et la salinité de l’eau dans la salle de maturation et l’eau des pondoirs. Cela permet d’éviter le stress pendant la ponte. L’aération doit être très faible pour que les œufs soient mis en suspension. Après la ponte, les échantillons d’œufs sont observés au microscope pour apprécier leur qualité. Les œufs de mauvaise qualité sont jetés.
IV. Eclosion : C’est l’unité de production de Nauplii à partir d’œufs fécondés. Les œufs sont incubés dans des éclosoirs en plastique. Après l’éclosion, les nauplii vigoureux montent vers la lumière et sont amenés par le courant d’eau pour être récoltés. Les nauplii faibles, qui sont susceptibles de donner des mauvaises larves, restent au fond de l’éclosoir. Les œufs éclosent 10 à 16 h après la ponte quand la température est bonne (de 29 à 30°C). Une densité trop élevée provoque le collage en tas des œufs sur le filtre.
V. Elevage larvaire : L’élevage larvaire vise à produire des PL à partir des nauplii issus de l’éclosion des œufs de crevettes. La durée de l’élevage larvaire est de 16 à 20 j suivant la bonne conduite de l’élevage et la qualité des nauplii ensemencés (AUTRAND et ARRIGNON, 1990). C’est la phase la plus longue de l’élevage des larves, et la plus critique de l’élevage en écloserie. Un suivi très strict est donc mis en place. Cela nécessite une réaction immédiate en cas de problèmes imprévus. Après la ponte, les nauplii sont transférés dans la salle d’élevage larvaire. Ils sont mis dans un seau avec de l’eau de mer pour être sélectionnés. Le seau est éclairé par la lumière. Etant donné que ces nauplii sont attirés par la lumière (phototropisme positif), ils vont essayer de surnager pour l’atteindre. Les faibles ne surnagent pas. Ce sont ceux qui sont vigoureux qui arrivent à surnager et qui vont être siphonnés puis transférés vers les bacs de l’élevage larvaire. C’est une méthode de sélection effectuée au sein de l’EL. Ces nauplii sont élevés dans les bacs d’EL jusqu’à ce qu’ils atteignent le stade P8. Au cours de l’élevage, les larves muent et se développent. Ils passent du stade Nauplius à Zoé 1, 2, et 3, puis Mysis 1, 2, et 3, et enfin en PostLarves. L’âge des PL est compté par jour à partir de ce stade, par exemple, PL3 : PostLarves âgé de 3 j, PL 5 : Post-larve âgé de 5 j (CAUVIN, 2004). Les larves et les PL se nourrissent de différents aliments : algues Chaetoceros gracilis, Artémias, microparticules de différentes tailles de granulation.
1. Stade nauplius : Pendant ce stade, les larves ne se nourrissent pas, il n’y a pas d’aliments à distribuer. Ils se nourrissent de leurs réserves vitellines. L’absence de l’allongement de l’abdomen est encore marquée (figure n°8) (PHAM et al, 2011.).
2. Stades Zoé :L’observation au microscope montre des différenciations entre les stades. Z1 est caractérisée par le début de la formation de l’abdomen et d’un œil. Zoé se déplace en avant avec une position verticale. La tête s’oriente vers le haut. Le stade Z1 dure 2 j. Les aliments distribués sont les algues et les microparticules en poudres. Le stade Z2 se caractérise par l’apparition du rostre et le développement du pédoncule oculaire. Ce stade dure 1 j. Les aliments distribués sont identiques à ceux du stade Z1. Le stade Z3 est caractérisé par l’apparition d’uropodes et des épines sommitales sur l’abdomen (figure n°9) (PHAM et al., 2011). Les larves se nourrissent d’algues, d’Artémias, et de microparticules.
3. Stades Mysis : Les larves passent ensuite aux stades Mysis, caractérisées par une certaine ressemblance aux crevettes adultes (figure n°10). La tête s’oriente vers le bas dans les bassins. Les Mysis se déplacent par saccades. Ceci permet de leur distinguer du stade PL pendant l’observation à l’œil nu dans un bécher. L’apparition des pléopodes est la caractéristique du stade M1. C’est à partir du stade M2 que les pléopodes sont bien différenciés. M3 est caractérisé par la segmentation des pléopodes et l’apparition d’une épine dorsale sur le rostre (PHAM et al., 2011).
4. Stades Postlarve : Ensuite, l’animal passe au stade PL. Les péréiopodes sont bien différenciés, et les soies sur les pléopodes apparaissent. L’évolution vers le stade PL1, PL2,… ne contient plus de développement morphologique remarquable. Mais elle se caractérise par une augmentation de sa taille.
VI. Nursery : L’élevage en nursery est la phase terminale de l’élevage en écloserie. Il consiste à élever et à acclimater les PL issues de l’élevage larvaire, pour que les PL soient bien préparées pour l’élevage à la ferme (AVALLE et al, 2003). Les bassins sont en forme de pétale, et ont chacun un volume de 100 m3. La salinité de l’eau de la nursery doit être ajustée à la salinité au niveau de l’élevage larvaire juste avant le transfert. Le fond présente une légère ponte de 2%, de façon à faciliter la récolte des PL après une vidange partielle des bassins. Les PL7 ou PL8 sont transférées à partir de l’EL et les PL sont à expédier dès qu’ils atteignent au moins 5 mg (aux environs de P14 à P15). Les paramètres d’élevage (température et salinité surtout) au niveau de la nurserie ne sont pas identiques par rapport à ceux de la ferme. L’acclimatation est nécessaire. Le protocole de dessalure des bassins de la nurserie s’effectue suivant la salinité de l’eau de mer de la ferme. C’est une stratégie d’acclimatation puisque la salinité de l’eau au niveau de la ferme est assez basse par rapport à l’eau de mer de l’écloserie. La dessalure s’effectue progressivement. L’objectif est de se rapprocher de la salinité des bassins de la ferme. L’expédition des PL vers la ferme se fait très tôt le matin, et suivant la hauteur de la marée. Les PL sont transportées par vedette à l’heure où la marée est haute. Le début d’ensachage commence à 2 h avant le départ de la vedette. Les PL sont transportées dans des réservoirs en plastique munis d’aération, avec une densité de 135 g/sachet. La veille de l’expédition, un test de survie à la variation de la salinité est effectué. Si le test ne réussit pas (taux de survie élevé), il est nécessaire de retarder l’expédition.
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Table des matières
Introduction
Partie I : Cadrages
A. OSO FARMING LGA
I. Description
II. Fonctionnement
B. Penaeus monodon
I. Classification
II. Morphologie
III. Cycle biologique
IV. Exigences de l’espèce
C. Elevage en écloserie
I. Généralités
II. Maturation
III. Ponte
IV. Eclosion
V. Elevage larvaire
1. Stade nauplius
2. Stades Zoé
3. Stades Mysis
4. Stades Postlarve
VI. Nursery
D. Artemia salina
I. Classification
II. Cycle de vie
III. Résistances et conditions optimales
IV. Particularités
Partie II : Matériels et méthodes
A. Phase préparatoire
I. Vide sanitaire de la salle d’expérience
II. Désinfection des bacs d’élevage
III. Désinfection des matériels
IV. Préparation du bac avant ensemencement des nauplii
B. Phase expérimentale
I. Période
II. Dispositif expérimental
III. Matériels utilisés au cours de l’étude
1. Bacs d’élevage
2. Salinomètre
3. Matériels biologiques
a. Algues
b. Nauplii de crevettes
c. Cystes d’Artemia salina
d. Microparticules
C. Phases de collecte des données
I. Protocole d’élevage
1. Aération
2. Gestion de la salinité
II. Protocole d’alimentation
1. Récolte d’Artémias
3. Distribution d’algues
4. Distribution de microparticules
III. Protocole de suivi d’élevage
1. Observations générales
2. Observation microscopique
3. Dénombrement des larves
D. Phase de traitement des données
I. Température et salinité
II. Taux d’éclosion ARTEMIA
III. Observations
IV. Taux de survie
Partie III : Résultats
A. Température et salinité
B. Taux d’éclosion des Artémias
C. Résultats des observations
D. Taux de survie
Partie IV : Discussions et propositions d’amélioration
A. Discussions
I. Température et de la salinité
II. Taux de survie
B. Propositions d’amélioration
I. Fournisseurs d’Artémias
II. Manipulations d’incubation d’Artémias
III. Distributions d’Artémias
IV. Qualité des nauplii
V. Qualité des géniteurs
Conclusion
Bibliographies
Annexes
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