Amélioration du bien être des animaux

Motivation et cadre de l’étude

Situation sanitaire de l’élevage

Les reproducteurs de l’élevage sont issus de la capture dans la colonie sauvage. Malgré la mise en reproduction de femelles nées dans l’élevage, la croissance rapide de l’élevage (pour répondre aux besoins de la recherche biomédicale) n’est possible que par la capture de nouvelles femelles.
On sait que la capture est un événement particulièrement stressant pour les animaux sauvages, avec notamment le stress du transport, du déplacement géographique, et de la lutte pour la liberté. Ces stress peuvent avoir de graves conséquences sur l’état de santé physique, physiologique et mental de l’animal.
En captivité, le confinement, le regroupement d’individus issus de groupes sociaux différents, la proximité de l’homme, sont autant de facteurs favorisant l’apparition et le maintien de maladies infectieuses. Les malades infectieuses peuvent provenir de l’extérieur (oiseaux, rongeurs, mollusques, insectes), de l’homme (Bonnote, S., 2001)ou des primates eux-mêmes qui se réinfectent régulièrement avec les germes présents dans la colonie.

L’apparition d’une maladie infectieuse dans une volière est un événement qui peut être grave avec des taux de morbidité et de mortalité élevés car la promiscuité favorise la contamination des animaux de toute la colonie.
Le rôle du vétérinaire dans un élevage intensif est principalement un rôle prophylactique, il prévient l’apparition des maladies par l’application d’un certain nombre de mesures tout en intervenant le moins souvent possible dans les volières.
Parallèlement aux mesures indispensables d’hygiène, une prophylaxie médicamenteuse des parasitoses internes et externes est pratiquée. Un dépistage rigoureux de la tuberculose est aussi opéré au moyen de séries de tuberculinations.

Les différents traitements prophylactiques administrés systématiquement aux animaux sont les suivants:
• Lors de la quarantaine après leur capture, les animaux subissent 5 intradermotuberculinations à 15 jours d’intervalle dans la paupière gauche. Durant cette longue quarantaine, les vétérinaires effectuent un déparasitage interne et externe (Ivomec®, 0,2mL/3kg, SC ; Droncit®, 0,1 mL/kg, IM; amitraz, bain à 0,5%) ainsi que des complémentations vitaminiques (Frédop®, 0,3 mL, IM ou Cofalysor®, 0,3 mL, IM). Les animaux sont pesés et tatoués.
• Lors de la quarantaine avant exportation, la législation française impose la réalisation de deux intradermotuberculinations en 40 jours. De plus, des coprocultures sont devenues obligatoires depuis 2001 pour les animaux exportés vers la France (les macaques doivent être accompagnés d’un résultat de laboratoire négatif pour les entérobactéries pathogènes). En plus de ces dispositions légales, les animaux subissent de nouveau un déparasitage interne et externe (Ivomec®, Droncit®, amitraz) ainsi qu’une complémentation vitaminique (Frédop®, Cofalysor®). Deux à trois jours avant l’exportation les animaux sont auscultés et les vétérinaires effectuent un examen ophtalmologique.
• Dans la zone d’élevage, les tuberculinations, déparasitages et complémentations sont effectuées tous les six mois.

Ces différents procédés permettent un contrôle excellent des affections parasitaires, en effet aucune helminthiase n’a été révélée jusqu’à ce jour dans les zones d’élevage. De plus, plus aucune tuberculination positive n’a été observée depuis 1996.
Ces procédures prophylactiques semblent judicieuses; elles associent un minimum d’interventions dans les volières et une bonne efficacité thérapeutique.

Malgré cette prophylaxie sanitaire, des épisodes de diarrhées peuvent survenir pendant les deux grandes périodes de stress : la capture et le sevrage. Ces périodes peuvent durer plus de 2 mois. Si elles apparaissent, les diarrhées sont caractérisées par des selles aqueuses ou mucoïdes teintées parfois de sang, accompagnées éventuellement d’un état typhique d’apparition brutale et d’une déshydratation rapide. En effet, les animaliers ne remarquent aucune anomalie a 7h00 du matin et 2 è 3 heures plus tard, un ou plusieurs animaux peuvent être atteints : ils sont prostrés, apathiques avec les cuisses humides et la région périnéale souillée par des fèces liquides. Un prolapsus rectal est une séquelle parfois rencontrée.

La mortalité est extrêmement élevée si aucun traitement n’est instauré rapidement pour rétablir un équilibre hydro électrolytique normal. Les symptômes et la mort sont généralement causés par la déshydratation, l’hypokaliémie et l’acidose métabolique.
Les cas surviennent souvent dans les mêmes volières sans pour autant affecter tous les animaux en même temps (peut-être grâce à la précocité des traitements et à l’isolement des sujets malades).
Les affections digestives sont cependant peu répandues et saisonnières avec un pic en hiver (de juin à août, les températures sont plus basses et les alizés soufflent régulièrement). Cette saisonnalité est rencontrée dans tous les types d’élevages, et dans toutes les espèces, les macaques ne faisant pas exception à la règle (MunozZanzi, A, Thurmond, M.C., Hird, D.W. et al, 1999).

Des prélèvements de fèces réalisés au hasard sur des animaux sevrés depuis un mois et demi, ont révélé une infestation par Entamoeba histolytica, une infestation moindre par Balantidium coli et la présence sur certains animaux malades de Shigella flexneri ou de Yersinia pseudotuberculosis.

Motivations

Assurer le bien être des animaux et limiter les pertes

Limiter les pertes d’animaux

Les pertes d’animaux représentent un manque à gagner pour l’élevage. Ces pertes sont occasionnées principalement par le stress et ses conséquences directes. On estime dans les centres de recherches que 31 à 67% des mortalités sont dues à des affections gastro-intestinales (Holmerg,C.A. , Leininger,R. , Wheeldon,E. et al, 1982). Les motivations pour réduire ces mortalités sont d’ordre éthique et économique.
Suite aux sevrages et aux captures d’animaux, les nombreuses variations de l’environnement ont une influence néfaste sur leur état de santé. Le stress est un des éléments majeurs ayant des conséquences graves. La transition alimentaire, le confinement et le regroupement d’animaux de statuts sanitaires différents sont d’autres facteurs de risque à prendre en considération.

Amélioration du bien être des animaux

Tout accident pathologique peut être considéré comme un « mal-être ». Ce travail de contrôle des diarrhées vise à limiter cette situation par des moyens médicamenteux. Cependant, il est inconcevable de se préoccuper des diarrhées sans se préoccuper des facteurs de risques, que sont le stress, la transition alimentaire et la mise en lot. Diminuer l’importance de ces facteurs semble impératif pour augmenter les chances de réussite d’une prophylaxie médicamenteuse. C’est dans ce but que le site de Chamouny a été construit. Une adaptation progressive à la captivité doit permettre de minimiser le stress engendré par la capture. Des essais pour faciliter l’accès à la nourriture avant le sevrage sont menés parallèlement à cette étude. Les résultats de ces essais sont exposés dans la partie 3.2.8. Alimentation à la dérobée.
La prise du problème en amont et en aval devrait permettre de minimiser les effets néfastes de ces changements environnementaux sur la santé des animaux. Ces efforts doivent permettre d’améliorer le bien être des animaux en élevage en adaptant au maximum l’environnement à l’animal.

Le stress et ses conséquences

Le stress a différentes composantes et différentes conséquences. C’est le résultat d’une interaction de l’animal avec son environnement, une réponse métabolique et viscérale à des agressions auxquelles l’organisme est soumis. Il est avant tout un phénomène adaptatif utilisé pour faire face aux variations de l’environnement. Le stress est l’effet sympathomimétique d’une décharge de catécholamines.

Table des matières

Introduction
1. Présentation de l’élevage
1.1. Historique, destination des animaux
1.2. Situation géographique, organisation des sites
1.2.1. Trois sites sur l’île, pourquoi ?
1.2.2. Répartition des sites en zones
1.3. Méthodes d’élevage
1.3.1. Les macaques
1.3.1.1. Origines
1.3.1.2. Caractéristiques
1.3.1.3. Mode de vie
1.3.2. Logement et hygiène en élevage
1.3.2.1 Le logement : les volières
1.3.2.2 L’hygiène, le nettoyage et la désinfection
1.3.2.3 La lutte contre les nuisibles
1.3.3. Alimentation en élevage
1.3.4. Le sevrage
1.3.5. Encadrement des animaux, le personnel
2. Motivations, cadre de l’étude
2.1. Situation sanitaire de l’élevage
2.2. Motivations
2.2.1. Assurer le bien être des animaux et limiter les pertes
2.2.1.1. Limiter les pertes d’animaux
2.2.1.2. Améliorer le bien être des animaux
2.2.1.3. Le stress et ses conséquences
2.2.1.4. Opération inscrite dans une démarche d’assurance qualité
2.2.2. Les diarrhées dans un contexte d’élevage
2.2.3. Domaines d’investigation
2.3. Agents pathogènes susceptibles de provoquer des diarrhées
2.3.1. Protozoaires
2.3.1.1. Les amibes : Entamoeba histolytica
2.3.1.1.1. Généralité
2.3.1.1.2. Etiologie
2.3.1.1.3. Cycle évolutif
2.3.1.1.4. Pathogénicité
2.3.1.1.5. Etude clinique
2.3.1.1.6. Réaction de l’hôte
2.3.1.1.7. Epidémiologie
2.3.1.1.8. Diagnostic de laboratoire
2.3.1.1.9. Traitement
2.3.1.1.10. Prophylaxie
2.3.1.2. Les ciliés : Balantidium coli
2.3.1.2.1. Généralités
2.3.1.2.2. Epidémiologie
2.3.1.2.3. Etude clinique, pathogénicité
2.3.1.2.4. Diagnostic de laboratoire
2.3.1.2.5. Traitement et prophylaxie
2.3.1.3. Les flagellés
2.3.2. Bactéries potentiellement pathogènes
2.3.2.1. Ecologie du tube digestif, effet barrière et résistances bactériennes
2.3.2.2. Le genre Yersinia
2.3.2.2.1. Yersinia enterocolitica
2.3.2.2.1.1. Habitat, pouvoir pathogène
2.3.2.2.1.2. Facteurs de pathogénicité
2.3.2.2.1.3. Sensibilité aux antibiotiques
2.3.2.2.2. Yersinia pseudotuberculosis
2.3.2.3. Shigella flexneri, Shigella sonnei, Shigella boydii et Shigella dysenteriae
2.3.2.3.1. Généralités, épidémiologie
2.3.2.3.2. Etude clinique
2.3.2.3.3. Facteurs de pathogénicité
2.3.2.3.4. Prophylaxie et traitement
2.3.2.4. Salmonella enteridis, Salmonella typhimurium et Salmonella stanley
2.3.2.4.1 Habitat, épidémiologie
2.3.2.4.2 Etude clinique
2.3.2.4.3 Traitement
2.3.2.4.4 Contrôle et prévention
2.3.2.5. Campylobacter sp
2.3.2.5.1 Généralités
2.3.2.5.2 Caractères bactériologiques
2.3.2.5.3 Habitat, pouvoir pathogène
2.3.2.5.4 Traitement et prophylaxie
3. Etude expérimentale sur les animaux au sevrage
3.1. Matériels et méthodes
3.1.1. Matériel
3.1.2. Méthode de prélèvement et de conservation avant analyse
3.1.3. Méthodes de diagnostic
3.1.3.1. Examen coprologique direct : coproscopie
3.1.3.2. Enrichissement, culture bactérienne
3.1.3.3. Identification des souches suspectes isolées
3.1.3.4. Classement des résultats
3.1.4. Programmes de traitement
3.1.4.1. Programmes de traitements réalisés
3.1.4.2. Evaluation de leur efficacité
3.1.4.3. Description des éventuels problèmes rencontrés
3.1.5. Enregistrement des données recueillies
3.2. Résultat
3.2.1. Lot témoin
3.2.1.1 Première série de prélèvements
3.2.1.2. Deuxième série de prélèvements
3.2.2. Lot 1
3.2.2.1 Première série de prélèvements
3.2.2.2 Le traitement
3.2.2.3 Deuxième série de prélèvements
3.2.3. Lot 2
3.2.3.1 Première série de prélèvements
3.2.3.2 Le traitement
3.2.3.3 Deuxième série de prélèvements
3.2.4. Lot 3
3.2.4.1 Première série de prélèvements
3.2.4.2 Le traitement
3.2.4.3 Deuxième série de prélèvements
3.2.5. Autre examens réalisés
3.2.5.1. Autres coproculture
3.2.5.2. Autres examens sur des éléments de l’environnement
3.2.6. Résultats des antibiogrammes
3.2.7. Synthèse
3.2.8. Alimentation à la dérobée
3.3. Discussion
3.3.1. Biais rencontrés
3.3.2. Relation entre les conditions de vie et le nombre d’excréteurs de bactéries potentiellement pathogènes
3.3.3. Raisons et conséquences de l’inefficacité des schémas thérapeutiques testés
3.3.4. Le sevrage et les protozoaires
3.3.5. Le sevrage et Yersinia pseudotuberculosis
3.3.6. Le sevrage et Shigella flexneri
3.3.7. Le sevrage et le genre Salmonella
3.4. Proposition de conduite à tenir
3.4.1. Modifier les pratiques d’hygiène
3.4.2. Modifier la pratique du sevrage
3.4.3. Gestion sanitaire et thérapeutique des volières de sevrage
4. Etude expérimentale sur les animaux de capture
4.1. Matériel et méthode
4.1.1. Matérie
4.1.2. Méthode de prélèvements
4.1.3. Méthodes de diagnostic
4.2. Résultats : estimation des prévalences et efficacité du traitement
4.2.1. Résultats des examens coprologiques avant le traitement
4.2.2. Résultats des antibiogrammes
4.2.3. Le traitement
4.2.4. Résultats des examens coprologiques après le traitement
4.2.5. Synthèse
4.2.6. Autres examens coprologiques réalisés
4.3. Discussion
4.3.1. Biais rencontrés
4.3.2. La capture et les protozoaire
4.3.3. La capture et Yersinia pseudotuberculosis
4.3.4. La capture et Shigella flexneri
4.3.5. La capture et Salmonella spp
4.4. Proposition de conduite à tenir
4.4.1. Prophylaxie médicamenteuse
4.4.1.1. Anti-protozoaires
4.4.1.2. Anthelminthiques
4.4.1.3. Antibiotiques
4.4.2. Mesures hygiéniques
Conclusion générale
Annexes
Bibliographie

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