Activités biologiques des Albizia étrangères

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Activités biologiques des Albizia étrangères

D’après la littérature, les espèces d’Albizia ont des activités biologiques très variées. Ainsi, à titre illustration :
– Des alcaloïdes isolés à partir d’Albizia gummifera ont des activités anti-plsamodiales (RUKUNGA, et coll., 2007) .
– Les prosapogénines isolées à partir d’Albizia adianthifolia ont comme effet la prolifération des lymphocytes T (HADDAD et coll., 2004).
– Les éthylacétates extraits à partir des écorces d’Albizia adianthifolia ont des activités antioxydantes et antimicrobiennes (TAMOKOU et coll., 2012).
– Les albizosides D et E isolés à partir d’Albizia chinensis ont des activités cytotoxiques (LIU et coll., 2010) .
– Les alcaloïdes isolés à partir d’Albizia schimperiana ont des activités antimicrobiennes, antiparasitaires et cytotoxiques (SAMOYLENKO et coll., 2009).
– Les saponines triterpénoides isolées à partir d’Albizia gummifera ont des activités cytotoxiques contre les cellules cancéreuses ovariennes A2780 (CAO et coll., 2007).
– Les extraits éthanoliques obtenus à partir des écorces d’Albizia lebbeck ont des activités anti-diarrhéiques chez le rat (BALEKAR et coll., 2012).
– Des flavonoïdes obtenus à partir d’Albizia zygia ont une activité anti-plasmodiale potentielle (ABDALLA et LAATSCH, 2012).

Les Albizia étudiées au LABASM

Plusieurs plantes du genre Albizia ont été étudiées au LABASM depuis 1983. Le Tableau n°1 (p.6) présente la liste de ces espèces ainsi que leurs principes actifs.

Répartition géographique

Albizia divaricata est une espèce endémique de Madagascar. Elle pousse sur le plateau calcaire aux environs de la colline de la Table (Toliara) où elle est assez fréquente (en particulier à la base orientale de la Table, ainsi que le long de la route qui se dirige vers Saint-Augustin) (RANDRIANARIVO et coll., 2003).

Origine du matériel végétal

Les graines qui constituent le matériel d’étude ont été fournies par le Silo National des Graines Forestières (SNGF) à Ambatobe, Antananarivo.

Préparation et mode de conservation du matériel végétal

Arrivées au laboratoire, les graines entières sont lavées avec une solution aqueuse d’hypochlorite de sodium (eau de javel) 10% pour les désinfecter. Elles sont ensuite rincées à l’eau distillée puis séchées à l’air libre. Les graines sèches sont prébroyées dans un mortier à l’aide d’un pilon, ensuite broyées au moyen d’un mixer ROBOT COUPE (GT 550) pour avoir une poudre très fine. Cette dernière est conservée dans des bocaux bien fermés et placés dans un endroit sec à la température ambiante.

PRODUITS CHIMIQUES

Les produits chimiques ainsi que les solvants utilisés dans les expériences, de marque Merck, Prolabo ou Labosi, sont de qualité pure et pour analyse.
Le support utilisé pour la chromatographie sur couche mince (CCM) est le gel de silice 60F254 (Merck) muni d’un indicateur de fluorescence, étalé sur des feuilles en plastique (plaques prêtes à l’emploi de dimensions 20 x20 cm, épaisseur de la couche : 0,2 mm).

Extraction aqueuse à froid

La poudre végétale est délayée dans l’eau distillée selon le rapport 1/10 (P/V), c’est-à-dire 1 g de poudre pour 10 ml d’eau distillée. Le mélange est homogénéisé par agitation magnétique pendant 3 h à la température ambiante, puis laissé macérer à +4°C durant 12 h.
Le macérat est ensuite filtré sur 4 épaisseurs de gaze après avoir été agité à nouveau pendant 30 min. Le filtrat obtenu est centrifugé à 10 000 tours/min (centrifugeuse Jouan, TH 12) pendant 15 min à la température ambiante. Le culot est écarté et le surnageant est évaporé à sec. Le résidu obtenu constitue l’extrait brut.

Extraction par épuisements successifs

La méthode est basée sur l’affinité des molécules présentes dans le matériel végétal vis-à-vis du solvant d’extraction.
Le matériel végétal, sous forme de poudre fine, est soumis à une extraction par épuisements successifs à l’aide de solvants de polarité croissante, à savoir :
 l’hexane, solvant le moins polaire qui permet d’extraire les lipides et d’autres produits apolaires .  l’acétate d’éthyle (AcOEt) qui extrait les produits peu polaires comme les cardénolides et les composés phénoliques ou les flavonoïdes.
 le méthanol, solvant le plus polaire qui sert à extraire les triterpènes, les stéroïdes, les sucres, les tanins, les quinones et les alcaloïdes.
La poudre de graines entières est délayée dans le premier solvant (rapport 1/10, P/V). Le mélange est agité à la température ambiante pendant 3 h à l’aide d’un agitateur magnétique, laissé décanter pendant 1 h, puis filtré sur papier filtre. L’opération est répétée jusqu’à épuisement du matériel, c’est-à-dire jusqu’à ce que l’extrait soit aussi limpide que le solvant de départ. Les filtrats sont alors rassemblés. Le marc est laissé sécher à l’air libre avant de continuer avec le second solvant, et ainsi de suite. Chaque extrait obtenu est évaporé à sec.

FRACTIONNEMENT PAR L’ACETATE D’ETHYLE

L’extrait méthanolique EB2 de volume 20 ml, a été soumis à un fractionnement par l’acétate d’éthyle selon la méthode décrite au § II.2.2.1. (p.12).
Les deux phases obtenues présentent des caractéristiques différentes. D’une part, la phase organique appelée E1 de couleur vert clair, limpide est toxique pour les souris à la dose de 18 mg/kg (temps de survie 12 h). D’autre part, la phase aqueuse de couleur jaunâtre est non toxique à la même dose. Par conséquent, la phase organique appelé E1 a été choisie pour la suite de la purification.

FRACTIONNEMENT PAR LE n-BUTANOL

Le résidu d’évaporation à sec de l’extrait E1 pesant 30 mg a été remis en suspension dans 30 ml d’eau distillée. La solution a ensuite été fractionnée par le n-butanol (voir. § II.2.2.2. p. 12). Deux phases bien distinctes ont été obtenues :
 Une phase organique ou butanolique supérieure limpide, de couleur jaune procurant un résidu d’évaporation à sec qui pèse 15 mg. Une dose de 18 mg/kg de cette phase est mortelle pour les souris.
 Une phase aqueuse inférieure limpide, de couleur marron donnant un résidu sec qui pèse après évaporation 5 mg. A la même dose que précédemment, cette phase est non toxique.
Le diagramme de la Figure n°3 illustre les différentes étapes de l’extraction et de la purification à partir de 50 g de poudre de graines entières d’Albizia divaricata.

PROPRIETES PHYSICO-CHIMIQUES

L’application de diverses techniques d’extraction et de purification a permis de déterminer certaines propriétés physico-chimiques du (ou des) principe(s) toxique(s) des graines d’A. divaricata.
Ainsi :
– les résidus obtenus après évaporation à sec des différents extraits (EB2, E1, E2 E3) se présentent comme une poudre fine .
– ils ont un goût amer .
– ils sont solubles dans l’eau, le méthanol; l’acétate d’éthyle et le n-butanol .
– ils sont insolubles dans le chloroforme.
– les principes actifs résistent à des températures élevées (jusqu’à 50°C) .
– leur toxicité n’est pas affectée par les opérations de congélation et de décongélation répétées.

Test sur le développement des bourgeons axillaires

Des jeunes plantules de petit pois (Pisum sativum), âgées de 10 jours constituent les végétaux d’expérimentation.
Cette étude a pour but de comparer les effets des extraits à tester avec ceux de deux hormones végétales, l’auxine, une hormone capable d’inhiber la croissance des bourgeons axillaires, et la gibbérelline, une hormone stimulant cette croissance.
L’expérience est effectuée sur 4 lots de 10 jeunes plantules préalablement décapitées au niveau de la tige, juste au-dessus du premier bourgeon dont :
 le premier lot servant de témoin positif reçoit 50 μg de gibbérelline .
 le second lot servant de témoin négatif reçoit 50 μg d’auxine .
 le troisième lot reçoit 50 μg d’extrait à tester .
 le quatrième lot reçoit une goutte d’eau distillée (témoin neutre).
La substance à analyser est mélangée avec de la lanoline qui sert de fixateur. Le mélange obtenu est appliqué sur la partie sectionnée des plantules, à raison de 1 μl par application.

Table des matières

GLOSSAIRE
LISTE DES TABLEAUX
LISTE DES FIGURES
INTRODUCTION GENERALE
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
Première partie : ETUDE CHIMIQUE
I.INTRODUCTION
II.MATERIELS ET METHODES
II.1. MATERIELS
II.1.1. Matériel végétal
II.1.1.1. Classification de la plante
II.1.1.2. Description botanique de la plante
II.1.1.3. Répartition géographique
II.1.1. 4. Origine du matériel végétal
II.1.1. 5. Préparation et conservation du matériel végétal
II.1.2.Produits chimiques
II.2. METHODES
II.2.1.Méthodes d’extraction
II.2.1.1. Extraction aqueuse à froid
II.2.1.2. Extraction par épuisements successifs
II.2.2. Méthodes de purification
II.2.2.1. Fractionnement par l’acétate d’éthyle
a) Principe
b) Mode opératoire
II.2.2.2. Fractionnement par le n-butanol
a) Principe
b) Mode opératoire.
II.2.3. Méthode d’évaporation
II.2.4.Calcul du rendement
II.2.5. Méthodes d’analyse
II.2.5.1. Chromatographie sur couche mince
a) Principe.
b) Mode opératoire.
a) Préparation des extraits
b) Les différents tests de criblage phytochimique
b.1) Les alcaloïdes
b.2) Les saponosides (Indice de mousse)
b.3) Les tanins et polyphénols
b.4) Les anthraquinones (test de BORNTRAGER)
b.5) Les désoxyoses (test de KELLER-KILIANI)
b.6) Les iridoïdes
b.7) Les flavonoïdes et les leucoanthocyanes
b.8) Les stéroïdes et les terpénoïdes
III. RESULTATS
III.1. EXTRACTION
III.2 PURIFICATION
III.2.1. Fractionnement par l’acétate d’éthyle
III.2.2. Fractionnement par le n-butanol
III.3. RENDEMENT
III.4. ANALYSE DES EXTRAITS PAR CHROMATOGRAPHIE SUR COUCHE MINCE
III.5. CARACTERISATION CHIMIQUE
III.5.1.Nature chimique
III.5.2.Propriétés physico-chimiques
IV DISCUSSION-CONCLUSION
Deuxième partie: ETUDE TOXICOLOGIQUE
I.INTRODUCTION
II.MATERIELS ET METHODES
II.1. MATERIELS
II.1.1. Les animaux d’expérimentation
II.1.1.1. Les souris
II.1.1.2.Les poussin
II.1.1.3. Les têtards de grenouille
II.1.1.4. Les alevins de poisson
II.1.2. Les plantes d’expérimentation
II.1.3. Les matériels utilisés en microbiologie
II.1.3.1. Les microorganismes utilisés
II.1.3.2. Le milieu de culture
II.1.3.3. Les disques pour les tests antibiogramme
II.2. METHODES
II.2.1. Méthodes d’étude des effets sur les animaux
II.2.1.1 Test d toxicité aiguë sur souris
a) Par voie intrapéritonéal
B) Par voie orale
II.2.1.2.Détérmination de la DL 50 (24h)
II.2.1.2. Test de toxicité aiguë sur les poussins
a) Par voie intrapéritonéale
b) Par voie intrapéritonéale
II.2.1.3.Test sur les animaux aquatiques
a) Principe
b) Mode opératoire
c)Détermination de la concentration létale 50% (CL50 24 h)
b.2) Test sur les alevins de poussins
II.2.2.Méthode d’étude des effets sur les végétaux.
II.2.2.1. Etude des effets sur le pouvoir germinatif des graines
a) Trempage
b) Germination
II.2.2.2. Test sur la croissance des jeunes plantules
a) Principe…
b) Mode opératoire
b.1. Trempage
b.2. Croissance
II.2.2.3. Test sur le développement des bourgeons axillaires
II.2.3. Méthode d’étude des effets sur la croissance des microorganisme
II.2.3.1. Stérilisation
II.2.3.2. Etude de l’activité antimicrobienne des extraits des extraits
a) Principe
b) Mode opératoire
II.2.3.3. Détermination de la CMI par la méthode de dilution en milieu liquide
II.2.3.4.Détérmination de la CMB
III.RESULTATS
III.1. EFFETS SUR LES ANIMAUX
III.1.1. Effets sur la souris
III.1.1.1. Symptômes d’intoxications
a) Par voie intraperitonéale
b) Par voie orale
II.1.1.2. Détermination de la DL 50 (24h)
III.1.2.Effets sur les poussins
III.1.2. Symptômes d’intoxication
a) Par voie intrapéritonéale
b) Par voie orale
III.1.3. Effets sur les animaux aquatiques
III.1.3.1. Sur les têtards de grenouilles
III.1.3.2. Sur les alevins de poissons
III.2. EFFETS DES EXTRAITS SUR LES VEGETAUX
III.2.1.Effets sur le pouvoir germinatif de graines
III.2.2. Effets sur la croissance des jeunes plantules
III.2.2.1. Effets sur la croissance des jeunes plantules de Monocotylédones
III.2.2.1. Effets sur la croissance des jeunes plantules de Monocotylédones
III.3. EFFETS DES EXTRAITS SUR LES MICROORGANISME
III.3.1.Activité antimicrobienne
III.3.2. Détermination de la CMI
III.3.2. Détermination de la CMB
IV. DISCUSSION ET CONCLUSION
CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES

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