Soutenance mémoire
Plasmodium falciparum
Il parasite les hématies de tout âge. Les hématies parasitées sont de taille et de formes normales. L’hématie parasitée contient des taches de Maurer. Le frottis est monotone avec uniquement des trophozoïtes annulaires en «bague à chaton», qui assez souvent parasitent à 2 ou 3 la même hématie (poly-parasitisme). Les trophozoïtes sont soit uninucléés soit binucléés. Les schizontes jeunes et les corps en rosace ne sont pas observés dans le sang circulant puisque la schizogonie se déroule dans les capillaires viscéraux notamment cérébraux. Lorsqu’ils existent, les gamétocytes, en faucilles ou en bananes, sont faciles à identifier. La parasitémie est généralement élevée (Figure 1).
La phase hépatique ou exo-érythrocytaire
Lors de la piqûre, le moustique infesté injecte à l’homme avec sa salive des centaines de parasites, sous forme de sporozoïtes fusiformes (8 à 12 μm x 1 μm). En une demi-heure environ, les sporozoïtes envahissent les hépatocytes. Ils entrent alors dans une phase de réplication dans la vacuole parasitophore, ce qui repousse en périphérie le noyau de la cellule parasitée, laquelle finit par constituer une masse multinuclée appelée schizonte hépatique. Celui-ci grossit, son noyau se divise et en une semaine environ est constitué un schizonte mature ou corps bleu, basophile, volumineux entre 40 à 100μm (15,16). L’éclatement du schizonte libère de nombreux mérozoïtes qui passent dans la circulation sanguine, amorçant les premières schizogonies sanguines. Cette phase de multiplication est asymptomatique, et dure environ 6 à 15 jours, suivant l’espèce plasmodiale. Le Plasmodium falciparum et Plasmodium malariae effectuent un cycle exo-érythrocytaire secondaire contrairement aux Plasmodium vivax et Plasmodium ovale qui possèdent des formes d’hypnozoïtes (17–20).
Vecteur du paludisme
Parmi les 456 espèces d’anophèles recensées dans le monde, 60 sont reconnues aptes à la transmission du paludisme humain, et A. gambiae sensu stricto, A. funestus et A. arabiensis sont les vecteurs les plus importants en Afrique Subsaharienne (25). Seules les anophèles femelles sont hématophages et piquent l’homme pour assurer la maturation de leurs œufs. Après 2 jours de digestion (cycle gonotrophique), les œufs sont pondus dans un gîte larvaire d’eau douce de préférence calme, claire, non polluée et d’une température supérieure à 18°C. De chaque œuf sort une larve qui, après 4 stades larvaires, donne une nymphe d’où émerge un moustique adulte (imago). Le développement dure entre 8 jours (à 31°C) et 20 jours (à 20°C). Les femelles sont ensuite fécondées puis se mettent en quête d’un premier repas sanguin qui survient en général entre le 3ème et le 6ème jour après l’émergence. Leur périmètre d’action est de quelques centaines de mètres seulement. Elles sont plus ou moins endophiles ou exophiles (tropisme ou non pour l’intérieur des habitations humaines), anthropophiles ou zoophiles (certaines se nourrissant surtout de sang humain, de chien ou de bœuf, d’autres n’ayant pas de préférence marquée), selon les espèces et les régions. Elles piquent principalement entre le coucher et le lever du soleil, et les pics d’agressivité varient également selon les espèces et les régions. Alternant pontes et repas sanguins, leur durée de vie varie de 3 à 12 semaines selon les conditions climatiques. Lorsque celles-ci se font trop dures (absence de gîte, baisse de l’hygrométrie ou de la température), certaines femelles peuvent attendre plusieurs mois le retour de conditions favorables à la ponte (26–28).
Polymerase chain reaction (PCR)
Les techniques d’amplification génomique pour la détection des plasmodiums sont nombreuses. Le gène de la grande sous-unité de l’ARN ribosomal est conservé chez toutes les espèces plasmodiales. Le gène de la petite sous-unité 18 S de l’ARN ribosomal et le gène du circum-sporozoïte ont pu aussi être utilisés pour différencier les espèces avec une PCR nichée ou RT-PCR (40–42). Les avantages de l’amplification génomique reposent sur une spécificité voisine de 100 % et une sensibilité supérieure à 90 %. Les capacités de détection de Plasmodium par PCR sont ainsi très largement supérieures à celles de la microscopie optique et des tests de détection rapide (43). L’interprétation d’une PCR positive peut être délicate, par exemple, lorsque le patient positif est asymptomatique. Par ailleurs, la complexité de la technique et son absence de standardisation rendent difficile son utilisation en pratique courante (44,45).
Loop-mediated isothermal amplification (LAMP)
La LAMP est une technique de détection des acides nucléiques qui diffère de la PCR sur plusieurs points :
– Premièrement, c’est un processus isothermal d’amplification reposant sur la polymérase de Bacillus stearothermophilus (Bst). Elle ne nécessite pas de changement cyclique de la température contrairement à la PCR, cela facilite l’adaptation sur le champ d’étude.
– Deuxièmement, une réaction positive à la LAMP se traduit par la formation d’un précipité de pyrophosphate de magnésium qui peut être détecté visuellement, par turbidimétrie ou en utilisant un indicateur à base d’ion métallique telle que la calcéine, le bleu d’hydroxynaphtol et le pico-green (46–48).
La technique LAMP est la base du dernier test de paludisme disponible depuis janvier 2016 : illumigene malaria. Son déploiement a commencé en 2021 au Sénégal après une étude de faisabilité (2). Illumigene malaria présente un véritable intérêt dans le diagnostic du paludisme et plus particulièrement dans les zones de faible densité parasitaire où des actions de pré-élimination sont envisagées. Il s’agit d’un test moléculaire qui s’appuie sur la technologie Loop-Mediated Isothermal Amplification (LAMP – technologie d’amplification isotherme médiée par des boucles) qui amplifie l’ADN mitochondrial et détecte la présence du parasite du paludisme. Ce test a une sensibilité de 0,02 p/μl ce qui va potentiellement révolutionner le diagnostic de cette pathologie et instaurer une nouvelle norme de référence. La technologie illumigene est simple, précise et facile d’utilisation. En d’autres termes, pas besoin d’experts techniques spécialisés pour utiliser le test. Les résultats sont disponibles en moins d’une heure (49).
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Table des matières
Introduction
Première Partie : Généralités sur le Paludisme
I. Définition
II. L’agent pathogène
1. Classification
2. Morphologie
3. Biologie
4. Cycle évolutif
4.1. Chez l’homme
4.1.1 La phase hépatique ou exo-érythrocytaire
4.1.2 La phase sanguine
4.2. Chez le vecteur
III. Vecteur du paludisme
IV. Modalités épidémiologiques
V. Répartition géographique dans le monde
VI. Signes cliniques du paludisme
1. Accès palustre simple
2. Accès pernicieux ou paludisme grave
VII. Diagnostic biologique
1. Diagnostic parasitologique
2. Diagnostic immunologique
2.1. Tests de diagnostic rapide (TDR)
2.2 Diagnostic sérologique
3. Diagnostic moléculaire
3.1. Polymerase chain reaction (PCR)
3.2. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP)
VIII. Traitement
1. Associations d’antipaludiques
2. Traitement du paludisme grave
3. Directives thérapeutiques au Sénégal
4. Instructions pour l’application des protocoles de traitement du paludisme
5. Directives relatives au traitement du paludisme grave au Sénégal
IX. Prévention
1. La lutte anti-vectorielle
2. Le Traitement Préventif Intermittent chez la femme enceinte (TPI)
3. Chimio-prévention du paludisme saisonnier (CPS)
4. Chimioprophylaxie du paludisme chez le voyageur
5. Le vaccin
6. Chimiorésistance
6.1 Notions et définitions
6.2 Mécanismes de la résistance
6.3 Apparition de la résistance
6.4. Propagation
6.5. Evaluation de la chimiosensibilité
Deuxième Partie : Travail expérimental
I. Cadre d’étude
1.1 Présentation de la région de Diourbel
1.2 Démographie générale et urbanisation de la région de Diourbel
1.3 Situation sanitaire de la région de Diourbel
1.4 Présentation du site sentinelle de Sessene
II. Méthodologie
2.1 Type d’étude et période
2.2 Organisation du recrutement
2.3 La prise en charge des patients inclus
2.4 Le calcul de la densité parasitaire
2.5 Transport et conservation des échantillons et lames
2.6 Traitement
2.6.1 Traitement de référence
2.6.2 Traitements associés
2.7 Le calendrier de suivi
2.8 Critère de jugement
2.9 Calcul de la taille de l’échantillon
2.10 Analyse et gestion des données
2.11 Considérations éthiques
III. Résultats
3.1 Caractéristiques générales de la population d’étude
3.2 Caractéristiques des inclus
3.2.1 Caractères sociodémographiques
3.2.2 Caractéristiques cliniques et biologiques de la population d’étude
3.3 Efficacité thérapeutique
3.3.1 Évaluation du critère de jugement principal
3.3.2 Critères secondaires
IV. Discussion
Conclusion
RÉFÉRENCES
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